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14.3: Movilidad de patógenos - Biología

14.3: Movilidad de patógenos - Biología



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Si bien los patógenos microscópicos no son móviles de forma independiente, sus anfitriones sí lo son, y los patógenos han desarrollado formas ingeniosas de modificar el comportamiento de un anfitrión para permitir su transferencia a otro anfitrión.

Los reflejos de estornudar y toser, por ejemplo, son respuestas antiguas para despejar obstrucciones de la nariz y la garganta, y algunos patógenos inducen engañosamente esas respuestas para una vía de salida (Figura ( PageIndex {1} )). Lo que llamamos "síntomas de enfermedad" no son, entonces, efectos aleatorios de una enfermedad, pero a menudo pueden ser la forma en que un patógeno sale de un estanque, por así decirlo, y entra en otro. Cualquiera de las vías enumeradas en el Capítulo 14.1 puede ser explotada por un patógeno, que al hacerlo puede alterar estas vías y causar una gran angustia al huésped.

Figura ( PageIndex {2} ). Ojos rosados ​​y herpes labial.

Algunos patógenos, por ejemplo, se meten en los ojos y las lágrimas y engañosamente causan picazón y dolor (Figura ( PageIndex {2} ), izquierda), lo que le induce a frotarse los ojos y transferir los patógenos a los dedos. Esto, a su vez, puede trasladarlos con éxito a otros lugares como la comida, desde donde pueden ingresar a otro huésped por la vía oral.

Otros patógenos pueden romper la piel y salir del cuerpo por sí solos. El herpes labial (Figura ( PageIndex {2} ), derecha), una forma de herpes oral, se forma alrededor de la boca y la nariz y se transmite a lo que toca la llaga. Un herpes genital relacionado se transmite sexualmente, aunque la evolución ha avanzado y la forma genital ahora puede infectar oralmente y la forma oral genitalmente. Ésta y otras enfermedades de transmisión sexual han ido en aumento desde mediados del siglo XX.

Uno de los patógenos más exitosos para usar los pulmones y la piel como vías de salida del cuerpo es la viruela (Figura ( PageIndex {3} )). Deja a su anfitrión con cicatrices permanentes, a menudo en todo el cuerpo. La viruela es una enfermedad antigua, que data de la época anterior a las pirámides, que puede matar a la mayoría de las personas a las que infecta y, en ocasiones, puede infectar a la mayoría de la población.

Figura ( PageIndex {3} ). Viruela, la primera enfermedad que se extingue conscientemente del mundo natural.

El mismo éxito y horror de la viruela fue parte de su destrucción final: su erradicación fue la primera victoria completa en la conquista de la enfermedad. Gracias a una atención diligente y prolongada en todo el mundo y, por supuesto, a la invención de la vacuna, la viruela se ha extinguido en el mundo natural. (Decimos "mundo natural" porque se conservan muestras de laboratorio).

William Foege, un actor clave en la orquestación de la extinción de la viruela, dijo que podemos vencer la enfermedad porque evolucionamos mucho más rápidamente que la enfermedad. Esto puede resultar sorprendente, dado que nuestra evolución fisiológica es mucho más lenta que la de los virus o las bacterias. Pero, explicó, debido a que evolucionamos socialmente mucho más rápidamente de lo que una enfermedad puede evolucionar biológicamente, podemos "burlarnos" de la enfermedad.

La peste bovina, una enfermedad viral que causa altas tasas de mortalidad en el ganado y los mamíferos silvestres, fue la segunda enfermedad declarada extinta en el mundo natural. Otras, como la poliomielitis y la enfermedad del gusano de Guinea, pueden seguir pronto, aunque esta última puede simplemente ser erradicada de las poblaciones humanas mediante nuestro aislamiento continuo de las fuentes de infección.

Las enfermedades pueden aprovechar los parásitos chupadores de sangre para pasar directamente del torrente sanguíneo de un huésped al de otro. La enfermedad de Lyme (Figura ( PageIndex {4} ), izquierda), por ejemplo, se transmite por garrapatas, que perforan la piel para obtener una comida de sangre por sí mismas, pero en el proceso pueden transferir patógenos. Y el Ébola (Figura ( PageIndex {4} ), derecha) sale por casi todos los portales de salida enumerados, destruyendo esos portales al transportar no solo el patógeno, sino también trozos de pulmón, intestino o piel en el proceso.

Figura ( PageIndex {4} ). Enfermedad de Lyme (izquierda) y una forma de Ébola (derecha).

Las poblaciones humanas son tan grandes y densas que incluso los patógenos relativamente ineficientes pueden tener éxito. Y las enfermedades, por supuesto, también afectan a los animales domésticos y salvajes, así como a los cultivos y otras plantas.

Como ilustra el próximo capítulo, muchas enfermedades pueden evolucionar hasta ser relativamente inofensivas para sus hospedadores, promoviendo la transmisión y permitiendo que la enfermedad se generalice. Las infecciones por hongos de la roya, por ejemplo, son comunes en muchas especies de plantas, pero rara vez provocan la muerte del huésped. Moho en polvo en la planta de la pradera Monarda fistulosa está tan extendido que se utiliza en los libros de identificación de plantas como una forma de identificar la especie (Figura ( PageIndex {5} ), derecha).

Los patógenos pueden alterar drásticamente el comportamiento de los animales. La rabia primero pasa a través de las glándulas salivales y llega a la saliva de un huésped infectado. Luego, los cambios fisiológicos hacen que el animal huésped saliva abundantemente —haciendo espuma por la boca— mientras que los cambios psicológicos lo hacen parecer loco y enojado. Luego, el animal muerde la piel de otros animales, transfiriendo el patógeno al torrente sanguíneo de ese animal y el ciclo continúa. Tanto los cambios fisiológicos como psicológicos son causados ​​por el patógeno y permiten que se propague, incluso después de la muerte del huésped inicial.

Figura ( PageIndex {5} ). Prarie Bush Clover y Monarda fistulosa.

El “comportamiento del perro rabioso” no es, por tanto, una consecuencia accidental de la enfermedad, sino precisamente el medio que ha desarrollado el patógeno para pasar, por así decirlo, de un estanque a otro.

Es útil intentar pensar en todas las formas en que un patógeno podría alterar el comportamiento de su huésped para obligarlo a transferir el patógeno. Este no es solo un ejercicio intelectual, sino que podría ayudar a identificar el potencial de nuevas enfermedades emergentes. Por ejemplo, ¿qué debería hacerle una enfermedad de transmisión sexual a su huésped para que se propague más rápido? ¡Debería hacer que su anfitrión sea más activo sexualmente! Y de hecho esto sucede. Las hembras de chimpancé normalmente se aparean solo cada dos años aproximadamente, después de haber parido y amamantado a sus crías hasta el momento del destete. Pero las hembras de chimpancé infectadas con VIS (virus de inmunodeficiencia de simios) llegan al estro aproximadamente cada mes y no conciben. El patógeno cambia su comportamiento de apareamiento para propagarse más de un orden de magnitud más rápido de lo que se propagaría de otro modo.

Inspirado para pensar de esta manera, a un estudiante se le ocurrió una idea novedosa: Imagine una enfermedad que puede escapar a través de las glándulas sudoríparas sin dañar a su anfitrión. Como modificación del comportamiento, hace que los huéspedes infectados quieran realizar ejercicio vigoroso en grupos, como en gimnasios, ¡explicando así todo el fenómeno del ejercicio moderno como una enfermedad! (Los jerbos también pueden albergar esta enfermedad).


El análisis de secuencia de ARN de una sola célula revela la heterogeneidad y la plasticidad específicas del compartimento de la microglía

Las microglías son macrófagos ubicuos que residen en el sistema nervioso central (SNC) y mantienen la homeostasis de los tejidos neurales y los protegen de los ataques de patógenos. Sin embargo, su diferenciación en diferentes compartimentos sigue siendo difícil de alcanzar. Realizamos RNA-seq de una sola célula para comparar subtipos microgliales en la corteza y la médula espinal. Se llevó a cabo un análisis comparativo de múltiples vías en muestras de ratones transgénicos C57 / BL y VIH gp120 a los dos, cuatro y ocho meses de edad. Los resultados revelaron poblaciones microgliales superpuestas pero distintas en la corteza y la médula espinal. La heterogeneidad diferencial de la microglía en estas regiones del SNC se sugirió además por su disparidad de plasticidad en respuesta a la progresión del período de vida y la proteína gp120 patógena del VIH-1. Nuestros hallazgos indican que la microglía en diferentes compartimentos del SNC se adapta a sus entornos locales para cumplir funciones biológicas específicas de la región.

Palabras clave: Biología del desarrollo Inmunología Transcriptómica.

Declaracion de conflicto de interes

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Cifras

El análisis de RNA-seq de una sola célula (scRNA-seq) reveló…

El análisis de RNA-seq de una sola célula (scRNA-seq) reveló subtipos microgliales específicos de la región del tipo salvaje (Wt) de dos meses ...

Diferente plasticidad temporal del ratón ...

Diferente plasticidad temporal de heterogeneidad microglial cortical y espinal de ratón (A) El temporal ...

Heterogeneidad microglial específica de la región en dos meses de edad ...

Heterogeneidad microglial específica de la región en ratones transgénicos (Tg) VIH-1 gp120 de dos meses de edad (A y B) ...

Comparación de los perfiles temporales ...

Comparación de los perfiles temporales de heterogeneidad microglial cortical de Wt y gp120 ...

Verificación de MYE-M en…

Verificación de MYE-M en el tejido espinal y cortical Wt y Tg de…

Comparación de los perfiles temporales ...

Comparación de los perfiles temporales de heterogeneidad microglial espinal de Wt y gp120 ...

Verificación de INF-M en…

Verificación de INF-M en el tejido espinal y cortical Wt y Tg de…

El efecto de la gp120 del VIH-1 en las vías de señalización nerviosa de la microglía cortical y espinal ...

Un gráfico circular de resumen muestra ...

Un gráfico circular resumido muestra las proporciones relativas de subtipos de microglía individuales en…


El mecanismo de reconocimiento de la proteína nucleocápsida del SARS-CoV-2 por las proteínas humanas 14-3-3

La proteína de la nucleocápside del coronavirus (N) controla el empaquetamiento del genoma viral y contiene numerosos sitios de fosforilación ubicados dentro de regiones no estructuradas. Se informó que la unión de SARS-CoV N fosforilado a la proteína 14-3-3 del huésped en el citoplasma regula el transporte de N nucleocitoplasmático. Las siete isoformas del 14-3-3 humano están abundantemente presentes en tejidos vulnerables al SARS-CoV-2, donde el N puede constituir hasta

1% de proteínas expresadas durante la infección. Aunque la asociación entre las proteínas 14-3-3 y SARS-CoV-2 N puede representar una de las interacciones clave entre el huésped y el patógeno, se desconocen su mecanismo molecular y los fosfositos críticos específicos. Aquí, mostramos que los dímeros fosforilados de la proteína (pN) del SARS-CoV-2 N, reconstituidos a través de la coexpresión bacteriana con la proteína quinasa A, se asocian directamente, de una manera dependiente de la fosforilación, con la proteína dimérica 14-3-3, pero no con su mutante monomérico. Demostramos que pN es reconocido por las siete isoformas humanas 14-3-3 con diversas eficiencias y deducimos el K aparenteD a isoformas seleccionadas, lo que demuestra que se encuentran en un rango micromolar bajo. Los truncamientos en serie señalaron un sitio de fosforilación crítico para Ser197, que se conserva entre los coronavirus zoonóticos relacionados y se encuentra dentro de la región de N. rica en SR y funcionalmente importante.La asociación relativamente estrecha 14-3-3 / pN podría regular el transporte nucleocitoplasmático y otras funciones de N a través de la oclusión de la región rica en SR, y también podría secuestrar las vías celulares mediante el secuestro de 14-3-3. Como tal, el ensamblaje puede representar un objetivo valioso para la intervención terapéutica.

Palabras clave: interacciones huésped-patógeno estequiometría del complejo de proteína-proteína de fosforilación de transporte nucleocitoplasmático.

Copyright © 2021 El autor (es). Publicado por Elsevier Ltd .. Todos los derechos reservados.

Declaracion de conflicto de interes

Declaración de intereses en competencia Los autores declaran que no tienen intereses económicos o relaciones personales en competencia que puedan haber influido en el trabajo informado en este documento.


Revelando la misma importancia de dos proteínas 14-3-3 para la morfogénesis, la conidiación, la tolerancia al estrés y la virulencia de un insecto patógeno

Dos proteínas 14-3-3 conservadas ortólogas a Saccharomyces cerevisiae Bmh1 / 2 son poco conocidas en los hongos filamentosos. Aquí mostramos que Bmh1 y Bmh2 contribuyen igualmente a la biología y fisiología fundamental de Beauveria bassiana al dirigirse a muchos conjuntos de proteínas / enzimas. La deleción única de Bmh provocó una regulación positiva similar de otra. Las excelentes expresiones de eliminación (∼91%) de Bmh1 en ΔBmh2 y Bmh2 en ΔBmh1 dieron como resultado defectos multifenotípicos igualmente más graves que las deleciones únicas, incluida la transición G2 / M, el tamaño de blastosporas, la utilización de carbono / nitrógeno, la conidiación, la germinación y las tolerancias de conidias a altas osmolaridad, oxidación, estrés de la pared celular, alta temperatura e irradiación UV-B. Todos los mutantes de deleción y deleción / derribo mostraron defectos similares en el rendimiento y la densidad de blastosporas, la tabicación de hifas y el tamaño de las células, las respuestas de hifas a la mayoría de los estreses químicos y la virulencia. Todos los defectos fueron evidentes con transcripciones alteradas de genes relacionados con el fenotipo y bien restauradas por cada complementación de Bmh. Nuestros transcriptomas específicos de Bmh1 y Bmh2 generados bajo estrés osmótico y oxidativo revelaron hasta un 6% de genes expresados ​​diferencialmente por al menos dos veces en el genoma fúngico. Muchos de ellos estaban muy deprimidos o codeprimidos en ΔBmh1 y ΔBmh2. Nuestros hallazgos proporcionan una visión completa de las funciones y los efectos complementarios de las dos proteínas 14-3-3 en el entomopatógeno filamentoso.


La biología molecular y el control inmunológico de enfermedades crónicas. Toxoplasma gondii infección

Departamento de Microbiología, Inmunología y Biología del Cáncer y Centro de Inmunología Carter, Facultad de Medicina de la Universidad de Virginia, Charlottesville, Virginia, EE. UU.

Envíe la correspondencia a: Sarah E. Ewald, Carter Immunology Center MR-6 3706, University of Virginia School of Medicine, Charlottesville, Virginia 22908, EE. UU. Teléfono: 434.924.1925 Correo electrónico: [email protected]

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Departamento de Microbiología, Inmunología y Biología del Cáncer y Centro de Inmunología Carter, Facultad de Medicina de la Universidad de Virginia, Charlottesville, Virginia, EE. UU.

Envíe la correspondencia a: Sarah E. Ewald, Carter Immunology Center MR-6 3706, University of Virginia School of Medicine, Charlottesville, Virginia 22908, EE. UU. Teléfono: 434.924.1925 Correo electrónico: [email protected]

Toxoplasma gondii es un parásito increíblemente exitoso debido en parte a su capacidad para persistir dentro de las células durante la vida del huésped. Sorprendentemente, al menos 350 especies hospedadoras de T. gondii se han descrito hasta la fecha y se estima que el 30% de la población humana mundial está infectada de forma crónica. La importancia de T. gondii en la salud humana quedó claro con los primeros informes de toxoplasmosis congénita en la década de 1940. Sin embargo, la crisis del SIDA en la década de 1980 reveló la prevalencia de la infección crónica, ya que los pacientes presentaban toxoplasmosis crónica reactivada, lo que subraya la importancia de un sistema inmunológico intacto para el control de los parásitos. En los últimos 40 años, ha habido un enorme progreso hacia la comprensión de la biología de T. gondii infección utilizando modelos de roedores, sistemas experimentales de células humanas y datos clínicos. Sin embargo, todavía existen grandes lagunas en nuestra comprensión de T. gondii biología, incluidos los genes que controlan el desarrollo del parásito, los mecanismos de inmunidad intrínseca de la célula a T. gondii en el cerebro y los músculos, y los efectos a largo plazo de la infección sobre la homeostasis del huésped. La necesidad de comprender mejor la biología de la infección crónica se ve subrayada por el reciente aumento de la enfermedad ocular asociada con los haplotipos emergentes de T. gondii y nuestra falta de tratamientos eficaces para esterilizar las infecciones crónicas. Esta revisión analiza los tipos de células y los mediadores moleculares, tanto del huésped como del parásito, que facilitan la persistencia T. gondii infección. Destacamos las consecuencias de la infección crónica para la patología específica de tejido e identificamos preguntas abiertas en esta área de hospedaje.Toxoplasma interacciones.

Toxoplasma gondii es un parásito protozoario intracelular obligado unicelular que se adquiere al ingerir alimentos contaminados. Las especies felinas son T. gondiiHuéspedes definitivos, lo que significa que los gatos facilitan la recombinación sexual del parásito y eliminan millones de ooquistes ambientalmente estables y altamente infecciosos (1). T. gondii es único en su rango de huéspedes intermedios increíblemente amplio, que incluye humanos, ganado (las ovejas y los cerdos son particularmente importantes para la transmisión humana), aves y roedores, entre otros (2). Estos huéspedes intermediarios apoyan las formas asexuales de quiste tisular de taquizoíto y bradizoíto del parásito. Los moluscos, que concentran ooquistes al filtrar agua contaminada, son un vector adicional de transmisión a los humanos (3). Después del consumo de quistes u ooquistes de tejido de bradizoíto, T. gondii invade el intestino delgado de su huésped (4, 5). Un trabajo reciente del laboratorio de Laura Knoll sugiere que el parásito puede sentir el ácido linoleico en el intestino felino como una señal crítica para la diferenciación de la etapa sexual en estas especies (6). El paso a través del gato confiere un enorme beneficio al parásito en términos de diversidad genética y expansión del rango, y facilitar la transmisión a los gatos parece ser una presión importante que impulsa la evolución del parásito. Dada la importancia del ciclo depredador-presa entre roedores y gatos, los roedores pueden ser un huésped particularmente importante para T. gondii. Como se discutirá, esta conclusión está respaldada por las observaciones de que T. gondii expresa un grupo sofisticado de efectores que se cruzan con la señalización inmunitaria del ratón (7 - 9) y que los roedores infectados pierden su aversión natural a la orina felina (10, 11) y pueden deteriorarse gravemente (12 - 14), todo lo cual puede facilitar la transmisión a través de depredación de un huésped roedor.

Tasas de humanos T. gondii la infección varía del 10% en los Estados Unidos a más del 50% en Francia, Colombia y Brasil (15-17). La infección aguda puede causar síntomas similares a los de la gripe; sin embargo, las personas inmunocompetentes eliminan la mayoría de los parásitos durante la infección aguda. Los parásitos supervivientes persisten como quistes tisulares de bradizoíto de crecimiento lento, más abundantes en tejidos con vigilancia inmunitaria limitada, incluidos el cerebro, los ojos, el corazón y el músculo esquelético (18). Contratación T. gondii durante el embarazo puede ser letal para el feto, que también tiene un sistema inmunológico mínimo (19). Los tejidos que no se consideraban clásicamente "inmuno privilegiados" también albergan parásitos, según la observación de que los receptores de trasplantes de riñón, hígado, corazón o pulmón han contraído toxoplasmosis de un donante infectado (20 - 24). Sin embargo, la infección crónica en estos tejidos casi no se ha estudiado, ya que la frecuencia de los parásitos es increíblemente baja. La respuesta inmune a T. gondii se mantiene a lo largo de la infección crónica, y esto es evidente en casos elevados T. gondii–IgG e IFN-γ específicos en el suero, ambos esenciales para la restricción del parásito (25). Si el sistema inmunológico se inhibe durante la quimioterapia, el trasplante de órganos o el SIDA, por ejemplo, T. gondii puede volver a la replicación de taquizoitos (26, 27). Este proceso, conocido como recrudescencia, puede ser letal si la parasitemia no se controla con medicamentos. Los regímenes prescritos con más frecuencia son pirimetamina combinada con sulfadiazina o clindamicina trimetoprim en combinación con sulfametoxazol como alternativa (28). Sin embargo, estos tratamientos antiparasitarios se toleran mal y la hipersensibilidad a las sulfonamidas es particularmente común. Actualmente, no se han desarrollado tratamientos que eliminen los quistes tisulares, tal vez debido al lento crecimiento de los bradizoítos, su secuestro dentro de las neuronas y / o la dificultad de desarrollar fármacos que atraviesen la barrera hematoencefálica. Esta es un área de gran necesidad, ya que nuevos haplotipos de T. gondii están surgiendo que se asocian con enfermedad ocular grave en pacientes inmunocompetentes (29, 30).

En América del Norte y Europa, los aislamientos ambientales de T. gondii pertenecen predominantemente a tres cepas o tipos principales: tipo I, tipo II y tipo III. Estos tipos son notables en que la virulencia, medida por la dosis letal (LD), difiere en varios registros en las cepas consanguíneas de ratones (por ejemplo, C57BL / 6, CBA / J, BALB / c). El tipo I es el más virulento (LD100 de 1 a 10 taquizoítos), en comparación con el tipo II (LD50 de 100-1000) y tipo III (LD50 de

100.000 a 1 millón), que son sustancialmente menos agresivos in vivo (31, 32). La infección humana está dominada por el tipo II en América del Norte y Europa, sin embargo, recientemente se aisló un cuarto tipo, el haplogrupo 12, de pacientes y animales salvajes de América del Norte (33). En Asia y África, también se han aislado linajes clonales específicos de la región (34). En América del Sur se han identificado cepas que no se ajustan al patrón de expansión del linaje clonal que pertenecen a los haplogrupos 4 a 15 (35 - 37). La secuenciación del genoma completo indica que la mezcla genómica y la recombinación entre un número limitado de cepas ancestrales explican T. gondiiDiversidad genética. La relación entre las cepas se determinó mediante la comparación del patrón de herencia de grandes haplobloques de genes. Estos haplobloques codifican proteínas efectoras de parásitos secretadas asociadas a la virulencia, lo que sugiere que la variedad única de alelos efectores también puede controlar la patogénesis y / o las tasas de transmisión (38). Es importante destacar que existe evidencia de coevolución entre los haplotipos virulentos y los genes GTPasa (IRG) relacionados con la inmunidad inducible por IFN de ratón, que son mediadores críticos de la muerte de parásitos intrínsecos a las células en modelos de ratón (39, 40).

Activar una respuesta inmune robusta es fundamental para la supervivencia tanto del huésped como del parásito. Los quistes bradizoítos son resistentes a las proteasas pépticas, pero los taquizoítos no lo son: si el huésped muere antes de que se establezca la infección crónica, no se produce la transmisión del parásito. De acuerdo con este paradigma, el parásito ha desarrollado efectores que activan selectivamente la señalización de las células inmunitarias del huésped, además de estrategias para evitar esterilizar la inmunidad. En infecciones agudas y crónicas, T. gondii crece y persiste dentro de una membrana de vacuola parasitófora (PVM). El PVM se genera a partir de la membrana plasmática del huésped a medida que el parásito se abre paso en la célula utilizando proteínas efectoras del parásito inyectadas. Este proceso evita el entorno lítico de los compartimentos endo / lisosomales y explica la notable capacidad del parásito para infectar casi cualquier tipo de célula nucleada in vitro (41). Sin embargo, in vivo, los tipos de células que albergan el parásito son más limitados. Después de la ingestión de un quiste del parásito, T. gondii invade el yeyuno distal del intestino delgado en ratones (42, 43). Sin embargo, los tipos precisos de células huésped que median la invasión (por ejemplo, células M, células epiteliales) no están claros, T. gondii Se han observado esporozoítos y taquizoítos en las células epiteliales intestinales (44). Los taquizoítos también se observan dentro de las células inmunitarias que se infiltran (43 - 45). El eje de quimiocinas CCL2 / CCR2 es un mecanismo conservado de reclutamiento de monocitos en ratones y humanos (46). Los efectores de parásitos Tg14-3-3 y TgSe ha demostrado que WIP promueve la hipermotilidad en células dendríticas humanas y murinas infectadas (47, 48). Se ha observado hipermotilidad de células dendríticas in vivo, lo que sugiere que puede ser un mecanismo sigiloso que facilita la diseminación del parásito y evita la detección por efectores inmunes circulantes (49, 50).

La larga relación evolutiva entre T. gondii y huéspedes mamíferos es evidente en el análisis de las vías que utilizan las células infectadas para detectar y destruir el parásito (39). Se han descrito tres brazos principales de la detección inmune innata en T. gondii Infección: los receptores tipo Toll (TLR), las GTPasas inducibles por IFN y los inflamasomas. La señalización del receptor de TLR e IL-1 (IL-1R) a través de MyD88 es un mediador central de la secreción de IL-12 y la respuesta protectora Th1 a T. gondii (51). En ratones infectados por vía intraperitoneal con T. gondii, la proteína del parásito profilina se une directamente y activa TLR11, contribuyendo a la producción de IL-12 y la restricción del parásito (52). Sin embargo, la profilina es una proteína modificadora de actina secuestrada dentro de los parásitos y las señales de TLR11 de los compartimentos endosomales, lo que sugiere que esta vía puede ser activada principalmente por parásitos fagocitados, muertos o disfuncionales (Figura 1). De acuerdo con este modelo, después de la infección oral, los ratones deficientes en TLR11 tenían defectos mínimos en su respuesta Th1 en comparación con los ratones deficientes en MyD88 o TLR2, TLR4 y TLR9, sin embargo, el tratamiento de ratones deficientes en TLR11 con antibióticos fenocopiado ratones deficientes en MyD88 (53, 54). Estos datos indican que la microbiota comensal intestinal puede generar una respuesta inmune protectora contra T. gondii independiente del reconocimiento de parásitos por TLR11. Es notable que el TLR11 humano es un pseudogén, lo que indica mecanismos de detección innatos alternativos para detectar y destruir T. gondii en células humanas.

Señalización inmune innata e influencia de efectores de parásitos. T. gondii crece dentro de una membrana de vacuola parasitófora (PVM) que protege al parásito de los sensores inmunes citosólicos y evita la fusión con los compartimentos endolisosomales que contienen receptores tipo Toll (TLR). En el mouse, TLR11 reconoce Tg profilina, una proteína modificadora de actina que se expone una vez que se fagocitan los parásitos muertos o dañados. TLR11 es un pseudogén en humanos. TgGRA15 puede promover la fosforilación y la translocación nuclear del NF-κB del huésped. En ratones, la estimulación con NF-κB es necesaria para la regulación transcripcional de los componentes del inflamasoma NLRP1, NLRP3 e IL-1; sin embargo, los monocitos humanos pueden participar en un inflamasoma NLRP3 independientemente de la preestimulación de NF-κB. Un mecanismo detallado de activación del inflamasoma, muerte de parásitos y muerte de la célula huésped sigue siendo difícil de alcanzar, particularmente en lo que respecta a la integración de señales con IFN-γ. La señalización de IFN-γ induce la translocación de STAT1 al núcleo y la regulación ascendente de genes que responden a IFN, incluidas las GTPasas relacionadas con la inmunidad (IRG, ratón) y proteínas de unión a guanilato (GBP, humano y ratón), que funcionan para atacar la vacuola del parásito, lo que lleva a muerte de parásitos y muerte de la célula huésped. En las células humanas, GBP1 es necesaria para este proceso, lo que conduce a la activación de AIM2 de una vía de apoptosis alternativa. Las proteínas rhoptry del parásito tipo I, TgROP5, 17 y 18 pueden desmantelar la función de los IRG de ratón IRGa6 y IRGb6 en el PVM, inactivando el ataque de GBP y la muerte de parásitos. El efector de gránulos densos del parásito TgIST es un represor nuclear de la transcripción STAT1. TgROP16 es una quinasa que fosforila y activa STAT3 y STAT6 del huésped. TgEGGR afecta la expresión de genes del huésped a través de modificaciones epigenéticas mediadas por E2F3 y E2F4. En monocitos y células dendríticas (DC) infectadas, TgLas proteínas WIP y 14-3-3 promueven la movilidad celular, un supuesto mecanismo de diseminación intracelular del parásito in vivo.

El inflamasoma vincula la detección de componentes microbianos o el daño celular asociado con la infección a la liberación de citocinas de la familia IL-1 y, a menudo, a la muerte celular inflamatoria. Si bien la respuesta del inflamasoma a los protozoos está poco estudiada en comparación con los patógenos bacterianos y virales, lo que se sabe sobre T. gondii el reconocimiento sugiere diferencias importantes (55, 56). Se ha demostrado que los sensores de inflamasoma NLRP1 (en ratones) y NLRP3 (en ratones y humanos) procesan y liberan IL-1β en respuesta a T. gondii infección (Figura 1 y refs. 57 - 59). Los ratones deficientes en NLRP3, caspasa-1 y / o caspasa-11 tienen una mayor carga de parásitos in vivo (57, 58, 60). Sin embargo, a diferencia de los desencadenantes del inflamasoma mejor estudiados (p. Ej., La toxina letal del ántrax de la proteasa NLRP1 o los patógenos bacterianos que activan NLRP3), la muerte de la célula hospedadora piroptótica no se observa en las células de ratón o humanas (57 - 59). A diferencia de los macrófagos murinos, el inflamasoma NLRP3 en los monocitos humanos se activa independientemente de la vía TLR a través de la señalización Syk y CARD9 y la liberación de IL-1β es independiente de la gasdermina D formadora de poros (59, 61 - 63). Preguntas abiertas sobre el mecanismo molecular de la respuesta del inflamasoma a T. gondii Incluya qué señales del parásito activan el inflamasoma, por qué no se activa la proptosis y si esto es el resultado de la manipulación activa del parásito.

Los datos recientes también sugieren una diafonía entre el inflamasoma y las GTPasas inducibles por IFN, una vía que examina la célula en busca de membranas extrañas o dañadas y las dirige para su eliminación aguas abajo de IFN-γ. En las células humanas, la proteína de unión al guanilato de la superfamilia de dinamina 1 (GBP1) se localiza en el PVM, lo que desencadena la liberación de ADN del parásito en el citosol de la célula huésped, donde es detectado por el sensor del inflamasoma AIM2 (Figura 1 y referencias 63, 64). . Por razones que aún no están claras, no se activa una respuesta del inflamasoma piroptótico, sino que se activa una vía apoptótica alternativa de muerte de la célula huésped (63, 64). A diferencia del sistema humano, los ratones dependen de una familia ampliada de p47 IRG para detectar la vacuola del parásito aguas abajo del IFN-γ. El ratón IRGM1 e IRGM3 regulan la interacción entre IRGa6, IRGb6 y fosfolípidos en el PVM (65). Una gama más amplia de GBP de ratón se ha implicado en T. gondii Sin embargo, el mecanismo de eliminación del parásito y la muerte de la célula huésped en las células de ratón se desconoce (66 - 68). La importancia del sistema IRG en la eliminación de parásitos se subraya por la observación de que los parásitos de tipo I expresan una tríada de efectores secretados, proteína rhoptry 5 (ROP5), ROP17 y ROP18, que se unen e inactivan la función GTPasa de IRGa6 e IRGb6 ( 69, 70). Esta inactivación es un mecanismo principal de virulencia de tipo específico, ya que los parásitos de tipo II y tipo III expresan alelos de Rop5 o Rop18, respectivamente, eso no puede subvertir eficazmente el ataque IRG. Aunque ha habido un gran progreso hacia la identificación de las clases de señalización inmunitaria autónoma de células en respuesta a T. gondii, el campo carece de un modelo integrado de detección autónoma de células a través de estas vías para sistemas humanos y de ratón, particularmente en tipos de células que no sean fibroblastos, monocitos y macrófagos.

T.gondii el reconocimiento mediante sensores inmunitarios innatos desencadena una respuesta inmunitaria dependiente de células T CD8 + polarizada en Th1 que es necesaria para la supervivencia del huésped. Hay muchas revisiones excelentes sobre la inmunobiología de la infección (7, 8, 71, 72), por lo que tocaremos brevemente los aspectos de la respuesta inmune aguda que son necesarios para la progresión a una infección crónica. Los ratones deficientes en IL-12, TNF-α e IFN-γ o sus vías de señalización mueren por sobrecrecimiento de parásitos en la infección aguda (73 - 76). La deficiencia de IFN-γ e IL-12 es rara en humanos y no se ha correlacionado con una mayor susceptibilidad a la toxoplasmosis; sin embargo, los macrófagos derivados de monocitos de IFNGR1-los pacientes deficientes no logran restringir T. gondii después de la estimulación con IFN-γ en comparación con macrófagos de donantes sanos (77, 78). Los ratones deficientes en la vía de la IL-6 no logran generar una respuesta protectora de células B y mueren en una infección crónica temprana (79). La IL-10 y las células T reguladoras juegan un papel igualmente importante en la supervivencia del huésped al limitar la magnitud de la respuesta inflamatoria y el daño de los espectadores (80 - 85).

Un número creciente de T. gondii Se han identificado efectores que se secretan en la célula huésped para controlar la señalización inmunitaria. Estos efectores se liberan de orgánulos secretores conocidos como rhoptrías (ROP) y gránulos densos (GRA), y muchos de los efectores son polimórficos entre las cepas y juegan un papel en la virulencia (Figura 1). GRA15 activa NF-κB y GRA24 activa la vía p38 MAPK para promover la expresión de IL-12 e IL-18, los reguladores aguas arriba del IFN-γ y la activación de las células T (86, 87). ROP16 es una serina-treonina quinasa que fosforila directamente STAT3 y STAT6 y amortigua la producción de IL-12, lo que puede ser coherente con el concepto de que es necesario ajustar la respuesta inmune para la supervivencia del huésped y la transmisión del parásito (88, 89). Sin embargo, el efector TgIST se identificó recientemente como un inhibidor de la señalización del receptor de IFN. TgIST se une a STAT1 y forma un complejo inhibidor con el complejo deacetilasa remodeladora del nucleosoma (Mi-2 / NuRD). This suppresses transcription of IRF1-dependent cytokines, MHC class II expression and antigen presentation, and inducible nitric oxide synthase (iNOS) expression, which kills parasites by producing reactive nitrogen species ( 90 , 91 ). Similar, TgTEEGR interacts with E2F3 and E2F4 transcription factors, and forms a nuclear complex with a catalytic subunit of polycomb repressor complex to block NF-κB–mediated expression of proinflammatory cytokines like IL-1β and IL-6 ( 92 ). These effectors are among 200–300 predicted secreted effector proteins in the parasite genome, the majority of which have not been characterized, particularly in the context of chronic infection.

In chronic infection, the central nervous system contains the highest frequency of parasites per gram of tissue. The potential implications of neural infection for host behavior and homeostasis have led to great interest in understanding the biology of T. gondii infection in the brain. Our understanding of chronic central nervous system infection is almost exclusively based on murine models of infection. There are many open questions, beginning with how the parasite traverses the blood-brain barrier (BBB). Using intravital microscopy, T. gondii has been imaged replicating within brain endothelial cells and then directly entering the brain ( 93 ). Mice infected intravenously with the T. gondii RH strain had a higher brain parasite load than mice infected with the CPS strain, which cannot replicate in vivo, suggesting that T. gondii growth within vascular endothelial cells may be an important stopover before direct entry into the brain (Figure 2A and ref. 93 ). Perfusion of Evans blue dye shows increased BBB permeability during chronic T. gondii infection, accompanied by reduced blood flow and capillary rarefication which may permit immune cell entry into the brain ( 94 ). Using intravital microscopy, CCR2 + monocytes are found to accumulate, exhibiting rolling and cradling behavior at the BBB ( 95 ). This observation, coupled with the high frequency of infection of dendritic cells and their hypermotility phenotype, has led to the Trojan horse hypothesis: that parasites traverse the BBB within immune cells (Figure 2A and refs. 49 , 96 ). Although direct evidence for this model is lacking, antibody depletion of CD11b + leukocytes correlated with reduced brain parasite load and adoptive transfer of T. gondii–infected CD11c + or CD11b + cells into naive mice led to neural infection ( 97 ).

T. gondii entry and control of persistent infection in the brain. (A) In acute infection, T. gondii is frequently observed in immune cells, including monocytes and dendritic cells, with hypermigratory behavior. During infection, blood-brain barrier (BBB) permeability increases and monocytes accumulate in the endothelial lumen, interacting with endothelial cells. These observations have led to the hypothesis that migratory immune cells deliver T. gondii to the BBB and, perhaps, smuggle them into the brain. Replicating parasites are also observed in brain endothelial cells, whose subsequent lysis may be a mechanism of T. gondii entry into the brain. (B) During acute infection parasites are observed infecting neurons, astrocytes, microglia, and infiltrating immune cells. Astrocytes and microglia as well as peripheral monocytes can clear parasites with cell-autonomous immune pathways. (C) As chronic infection progresses, infected astrocytes and microglia or the parasites within them are cleared and cysts are primarily observed within neurons. Most parasite cysts are not associated with immune infiltrate however, individual parasites or parasite debris can be observed colocalizing with immune infiltrate.

Analysis of mouse brain sections and an extremely limited number of healthy human brain samples indicates that most intracellular cysts are not associated with immune infiltration ( 98 ). However, within the same brain section, inflammatory foci can be observed containing parasites or parasite debris, activated microglia, macrophages, and T cells ( 99 ). Depleting IFN-γ or CD4 + and CD8 + T cells leads to parasite recrudescence ( 100 ). Taken together these data suggest that intracellular cysts are relatively immunologically silent however, cysts that lyse (spontaneously or through recrudescence) are recognized and quickly contained by infiltrating immune cells (Figure 2C).

Experiments using parasites engineered to secrete Cre recombinase in Cre reporter mice have demonstrated that neurons are the major cell type interacting with the parasite in the brain, although T cells, monocytes or macrophages, microglia, and astrocytes are reporter-positive early in brain infection (Figure 2B and refs. 101 – 103 ). These data also suggest that rather than having a tropism for neurons, T. gondii is cleared from non-neuronal cell types in the brain. Consistent with this model, disabling the IFN-γ signaling in mouse astrocytes by knocking out the transcription factor STAT1 led to greater incidence of cysts within astrocytes ( 104 ) and IFN-γ depletion increased the percentage of infected astrocytes ( 102 ). Subsequently, the ability of mouse astrocytes to restrict T. gondii growth in response to IFN-γ was shown to depend on IRGM3 (IGTP), not iNOS IRGM3 and IRGa6 disrupted the PVM and, in one study, led to parasite egress ( 105 – 107 ). In human astrocytes, IL-1β in combination with IFN-γ induced iNOS-dependent killing of T. gondii ( 108 ), whereas TNF- and IFN-γ limited T. gondii growth by tryptophan starvation via upregulated indoleamine 2,3-dioxygenase (IDO) ( 109 ). The parasite effector TgGRA15 has been shown to limit IDO-mediated parasite restriction in cultured glioblastoma and neuroblastoma cell lines ( 110 ). IFN-γ in combination with TNF-α or LPS has also been shown to activate parasite killing functions of human and murine microglia through iNOS-dependent and -independent mechanisms ( 111 – 113 ). Microglia can also produce IFN-γ and TNF-α, which are critical for central nervous system restriction of the infection ( 114 ) IFN-γ, in particular, has been shown to induce adhesion molecule expression on vascular endothelial cells and promote the expression of CXCL9, CXCL10, and CCL5, which recruit peripheral immune cells to the brain ( 115 , 116 ). Most of these data are from in vitro experiments, and better tools to study microglia and astrocyte function in vivo will be important to clarify which pathways control central nervous system infection.

While brain-resident immune cells contribute to T. gondii restriction, the role of cell-autonomous immunity in neurons is less clear. A recent study using OVA-expressing parasites and conditional MHC class I–deficient mice demonstrated that neurons can present T. gondii–derived antigens to initiate a CD8 + T cell response ( 117 ) however, whether endogenous parasite epitopes are efficiently presented on neurons is yet to be examined. Brain-infiltrating CD8 + T cells have been shown to control cyst burden indirectly through IFN-γ secretion, and, to a lesser extent, via perforin-dependent killing of infected cells ( 118 – 120 ). It is notable that perforin has been shown to trigger parasite egress in vitro, suggesting that perforin may limit parasite growth but other cells are responsible for parasite killing, potentially through cell-autonomous immunity ( 121 ). A minimal reliance on perforin-mediated T. gondii clearance also fits a model wherein cellular cytotoxicity should be limited in the brain to promote survival of neurons, which have an extremely limited regenerative capacity.

Currently there are no therapeutic tools that effectively target bradyzoite cysts and sterilize chronic infection. Our understanding of bradyzoite biology is weaker than our understanding of tachyzoite biology. This is linked to long-standing technical challenges associated with genetic manipulation of bradyzoite-specific genes that are required to perform “necessary and sufficient” experiments. However, the recent bloom in CRISPR/Cas9 tools has led to gains in this arena ( 122 , 123 ).

The transition between tachyzoite and bradyzoite has commonly been referred to as “switching” however, recent studies suggest that stage conversion is a continuum under epigenetic and transcriptional regulation rather than a finite life stage. Bradyzoite polarization can be induced by cell stressors including alkaline media, heat shock, and oxidative stress (refs. 124 – 126 and Figure 3). IFN-γ treatment has been shown to induce bradyzoite gene expression in infected macrophages but not fibroblasts, suggesting that cell type–specific differentiation signals may also exist ( 127 ). Compared with fibroblasts, infected neuronal or skeletal muscle cells support a stronger expression of bradyzoite markers and a higher frequency of cyst development ( 128 ). It is worth noting that neurons and muscle cell types are historically difficult to culture, suggesting that cell stress signals may be relevant to bradyzoite development in these models. However, terminally differentiated myotubes are reported to support a higher frequency of bradyzoites compared with dividing myoblast progenitor cells, suggesting that cell cycle may provide developmental cues for the parasite development as well ( 129 ).

Environmental and host cell–specific pressures driving the T. gondiitachyzoite to bradyzoite transition. Izquierda: T. gondii tachyzoites can invade almost any nucleated host cell type and grow within the PVM formed from host plasma membrane. In vitro, a range of tissue culture stress conditions can upregulate bradyzoite-specific genes. As parasites polarize to a bradyzoite transcriptional profile, they synthesize a heavily glycosylated cyst wall beneath the PVM. The frequency and rate of bradyzoite differentiation are also influenced by the host cell type, cell cycle status, the host cell lifespan, and inflammatory signals in vitro. In vivo, cysts are most frequently observed in neurons, cardiac muscle, skeletal muscle, and retinal pigment epithelial cells. If the host is immune-suppressed, parasites shift toward a replicative tachyzoite form in a process referred to as recrudescence, which is associated with tissue damage, particularly in the eye.

Although the precise signals are unclear, histone methylation and acetylation are important epigenetic regulators of bradyzoite differentiation. Treating tachyzoites with arginine methyltransferase inhibitor, AMI-I, induces a reduction of histone H3R17 methylation and bradyzoite differentiation in vitro ( 130 ). los T. gondii histone acetyltransferase TgGCN5a is enriched at promoter regions of bradyzoite-specific genes, and TgGCN5a-deficient parasites fail to upregulate the bradyzoite markers Bag1 y Ldh2 under stress ( 131 ). Treating infected cells with the histone deacetylase inhibitor FR235222 induces bradyzoite differentiation through inhibiting TgHDAC3 ( 132 ). Phosphorylation of the T. gondii eukaryotic initiation factor 2 α subunit (TgeIF2α) is enhanced under stress conditions and is necessary for bradyzoite differentiation ( 133 ). Guanabenz, an eIF2α dephosphorylation inhibitor, has been shown to impair tachyzoite proliferation and promote bradyzoite differentiation in vitro ( 134 ).

The ApiAP2 family of transcription factors are emerging as central regulators of bradyzoite differentiation. This family consists of 67 genes, many of which are associated with bradyzoite stage–specific expression. Specifically, AP2XI-4– and AP2IV-3–knockout parasites have reduced expression of bradyzoite-specific genes after in vitro switch and AP2XI-4–null T. gondii forms fewer cysts in mice ( 135 , 136 ). AP2IV-4 knockouts express some bradyzoite-specific genes under tachyzoite culture, but had fewer brain cysts in mice ( 137 ). Using a CRISPR/Cas9 guide RNA library targeting mostly AP2 domain–containing proteins and predicted nucleic acid–binding proteins, bradyzoite formation deficient 1 (BFD1), a Myb-like transcription factor, was recently identified as a key regulator of bradyzoite differentiation in vitro and in vivo in mice. Curiosamente, Bfd1 mRNA is expressed in tachyzoites however, protein expression is only induced by stress conditions ( 138 ). It remains to be seen whether immunosuppression induces any parasite recrudescence in mice infected with BFD1-deficient parasites and how BFD1- and AP2-family proteins coordinate bradyzoite differentiation.

T.gondii bradyzoite cysts are often defined by formation of a cyst wall consisting of heavily glycosylated proteins underneath the PVM ( 139 ). The cyst wall is essential for transmission, protecting the parasite from gastric proteases and the low pH of the stomach. Parasites deficient in the cyst wall–localized bradyzoite pseudokinase 1 (BPK1) were more sensitive to pepsin digestion and less orally infectious than WT parasites ( 140 ). Parasites that were rendered genetically deficient in cyst glycoproteins, including loss of the nucleotide-sugar transporter TgNST1 or the heavily glycosylated cyst wall protein TgCST1, have defects in cyst number, cyst stability, and infectivity during oral infection ( 141 – 143 ). The cyst wall may also protect bradyzoites from enzymatic attack during chronic infection. The Wilson laboratory demonstrated that chitinase-expressing, alternatively activated (M2) macrophages were able to recognize and degrade chitin-like polysaccharides in the cyst wall ( 144 ). Consistent with this observation, a GWAS identified single-nucleotide polymorphisms in the intergenic region of the human CHIA locus, which expresses chitinase, that were significantly associated with T. gondii infection ( 145 ).

T.gondii infection is the most frequent cause of posterior uveitis, also referred to as chorioretinitis or inflammation of the retina and choroid (pigmented vascular coat of the eye) ( 30 ). This is one area of T. gondii infection that has been more extensively studied in patients than in animal models, which have been limited until recently. Type II strains, most frequently associated with infection in Europe and North America, are associated with chorioretinitis ( 146 , 147 ). Historically, ocular toxoplasmosis was associated with congenital infection however, rates of disease associated with postnatal infection are rising and associated with new T. gondii strains ( 148 ). Over 70% of patients presenting with acute ocular toxoplasmosis already have ocular scars, suggesting that disease progression is driven by the inflammatory response to recrudescent T. gondii leading to the accumulation of tissue damage over time ( 149 ). Immune-competent individuals are able to control ocular infection, but early antiparasitic treatment is critical to limit the extent of retinal damage ( 150 ). Human retinal vascular endothelial cells are more sensitive to infection than other endothelial cell types, suggesting a potential mechanism of entry into the eye ( 151 ). T. gondii cysts have been observed in retinal pigmented epithelial cells ( 152 ). In a mouse model of ocular toxoplasmosis, retinal pigment epithelial cells and infiltrating immune cells expressed the T cell inhibitory ligand PD-L1 ( 153 ). This may be an important mechanism to limit tissue pathology, although the parasites may exploit this axis for persistence. IFN-γ and IL-6, which are both critical in restricting systematic parasitemia ( 79 , 100 ), were elevated in the vitreous humor of mice with ocular lesions. However, intraocular injection of an IFN-γ–blocking antibody impaired parasite control and worsened tissue damage, while, perhaps counterintuitively, injection of an IL-6–blocking antibody improved parasite control and minimized ocular damage ( 154 – 156 ). Patients infected with virulent South American haplotypes of T. gondii, which have been associated with aggressive chorioretinitis, had less IFN-γ and IL-17 but higher IL-13 and IL-6 levels in the eye compared with European patients infected with virulent type I ( 157 ). However, it is currently not clear whether these differences in immune regulation control ocular disease severity.

In mice and rats, infection with T. gondii leads to a well-established loss of innate aversion behavior to felines, which has been proposed to benefit the parasite by facilitating transmission via predation ( 11 , 158 , 159 ). Whether these behavioral phenotypes are driven by specific changes in neural activity or a more general effect of inflammation is an open question. The observation that T. gondii expresses two aromatic amino acid hydrolases that produce l -DOPA, AAH1, and AAH2 led to the hypothesis that the parasite could modulate dopaminergic neuron function. However, deletion of AAH2 failed to alter brain dopamine levels, neuroinflammation, or behavioral alterations in T. gondii–infected mice ( 160 , 161 ), although these genes are necessary for oocyst development in the cat ( 162 ). Notably, mice infected with an avirulent mutant of type I T. gondii or the related organism Neospora caninum, which are cleared before establishing chronic infection, exhibit loss of aversion behavior even though chronic infection is not sustained ( 163 ). These data suggest that acute inflammation may be sufficient to trigger sustained behavioral changes, although the molecular bases for behavioral changes in T. gondii infection are unclear. Recently, the olfactory GPCR trace amine-associated receptor 4 (TAAR4) was shown to recognize 2-phenylethylamine, a metabolite enriched in urine of predators, including feline species. There is no homolog of TAAR4 in humans, but mice deficient in TAAR4 do not engage in avoidance behavior to bobcat and mountain lion urine ( 164 ). That the olfactory neurons expressing TAAR4 are altered or damaged during T. gondii infection is a compelling hypothesis that remains to be tested.

Sustained interaction with the immune system is a hallmark of T. gondii infection: throughout chronic infection humans and mice have high titers of T. gondii–specific IgG and sera cytokines. There is growing evidence that T. gondii infection is associated with cachexia in mice, an immune-metabolic disease of sustained muscle wasting. Cachexia positively correlates with parasite load and inflammation severity however, hypermetabolic weight loss cannot be rescued by diet supplementation ( 13 , 165 – 167 ). In oral infection, intestinal barrier inflammation resolves during chronic infection, but commensal dysbiosis does not ( 14 , 168 ) however, dysbiosis is not sufficient for cachexia, as uninfected cage mates experienced a similar microbial shift but did not develop cachexia ( 14 ). Chronically infected mice have sustained changes in splenic and lymph node architecture and are more susceptible to acute viral challenge ( 169 ). Moreover, cachectic mice were more susceptible to LPS challenge than mice that recovered weight ( 170 ). Recently, mice deficient in the IL-1R axis were shown to recover from acute cachectic weight loss, although chronic parasite burden was similar to that in wild-type mice ( 171 ). A study from the Wohlfert laboratory showed that infection-induced myositis could be reversed by depletion of regulatory T cells, which were enriched in skeletal muscle ( 172 ). Parasite biology that promotes behavior modification and cachexia in rodent hosts may provide a selective advantage to T. gondii by increasing the likelihood of predation and transmission to feline hosts. It is important to note that there is currently no evidence of cachexia in immune-competent humans with chronic T. gondii infection. However, cachexia is a predictor of mortality in almost every chronic human disease with limited experimental tools to probe sustained disease. The interaction between T. gondii and mice is proving an informative model to understand the pathophysiology of cachexia, which can be applied to understand other disease settings.

T.gondii’s ability to establish a persistent chronic infection is essential for parasite transmission. However, there is much to learn about this stage of infection in animal and human hosts. Deep sequencing has unraveled a far greater diversity in T. gondii gene assortment than originally thought, which has opened the door to understanding how parasite genetics influences pathology associated with chronic infection. CRISPR/Cas9 tools are expanding our ability to manipulate the T. gondii genome to understand how gene expression in bradyzoites controls differentiation, cyst stability, and oral infectivity of the parasite. Bradyzoite biology is intimately linked to the immune response during chronic infection. The coming decades will likely reveal mechanisms of cell-autonomous immunity to chronic T. gondii infection in the brain and other chronically infected tissues, as well as reveal the costs of the chronic inflammatory response for host homeostasis. A better understanding of this biology is needed to develop therapeutic strategies that effectively target bradyzoite cysts. Given the long evolutionary relationship between mammalian hosts and T. gondii, such studies are likely to discover important information about the regulation of immune functions during chronic inflammation more broadly.

Conflict of interest: Los autores han declarado que no existe ningún conflicto de intereses.


Materiales y métodos

Antibodies and reagents

Antibodies used were: mouse anti-Flag mAb (Sigma), mouse anti-GFP mAb (Roche), goat anti-GST pAb (GE Healthcare), mouse anti-GluGlu mAb (Hiss Diagnostics), rabbit anti-14-3-3 pAb (K19), mouse anti-14-3-3 mAb (H8), rabbit anti-GFP pAb (FL) and mouse anti-Rho mAb (26C4) (Santa Cruz Biotechnology), mouse anti-DLC1 mAb (BD), mouse anti-α-tubulin mAb (Sigma). Mouse anti-Myc mAb, clone 9E10, and mouse anti-HA mAb, clone 12CA5, were kindly provided by Heiner Böttinger (University of Stuttgart, Germany). HRP-labeled secondary anti-mouse and anti-rabbit IgG antibodies were from Amersham, HRP-labeled secondary anti-goat IgG antibody was from Santa Cruz Biotechnology alkaline-phosphatase-labeled secondary anti-goat IgG antibody was from Sigma Alexa Fluor 546-labeled secondary anti-mouse IgG antibody was from Molecular Probes. Staurosporine and okadaic acid were from Alexis Gö6983, Gö6976, PDBu and doxycycline were from Calbiochem, and LMB was from Biomol.

DNA constructs

pCS2+MT-DLC1 encoding Myc-tagged DLC1 was kindly provided by Irene Ng (The University of Hong Kong, China). Full-length DLC1 cDNA was amplified by PCR using pCS2+MT-DLC1 as a template with primers containing BamHI restriction sites (DLC1-for, 5′-cgcggatcc tgcagaaagaagccggaccc-3′ and DLC1-rev, 5′-cgcggatcctcacctagatttggtgtctttgg-3′) and cloned into Flag-pEFrPGKpuro, pEGFPC1, and pcDNA5/FRT/TO-GFP (see below) vectors. Truncated DLC1 variants were generated by PCR amplification using the following primers: DLC1-ΔSAM (5′-cgcggatccattagtcctcatcggaaacgaag-3′ and DLC1-rev) DLC1-ΔStart (DLC1-for and 5′-cgcggatcctcacaggtgcccgagtgcttc-3′) DLC1-ΔC (DLC1-for and 5′-cgcggatcctcacatgaacttgggcacggcc-3′) DLC-ΔN (5′-cgcggatccaagaggatcaaggttccagac-3′ and DLC1-rev). DLC1 point mutants were generated by QuikChange site-directed PCR mutagenesis according to the manufacturer's instructions (Stratagene). The forward primers used were: S236A-for (5′-gctgaaacggatggaggccctgaagctcaagagc-3′) S327A-for (5′-gttacgaggacccgggccctcagtgcgtgc-3′) S419A-for (5′-cctcaggagggaaaacgctagcgacagccccaagg-3′) S431A-for (5′-ctgaagagacgcaatgcttccagctccatgagc-3′) R415/416G-for (5′-gccacatcagcctcgggggggaaaacagtagcg-3′) R428/429G-for (5′-cccaaggaactgaagggaggcaattcttccagctcc-3′). To generate the inducible DLC1 expression vector pcDNA5/FRT/TO-GFP-DLC1, the enhanced GFP cDNA was excised from the pEGFPC1 vector with Eco47III and KspA1 and ligated with pcDNA5/FRT/TO digested with MssI. The DLC1 cDNA was then inserted in frame as a BamHI fragment. All amplified cDNAs were verified by sequencing. Oligonucleotides were purchased from MWG Biotech. pEGFPN1-PKD1, pGEX-14-3-3τ WT and R56/60, HA-tagged 14-3-3τ and EE-tagged 14-3-3γ and ζ in pEF vectors have been described previously (Hausser et al., 2005 Hausser et al., 2006 Olayioye et al., 2003). pGEX-DLC1(aa242-569)-WT, pGEX-DLC1-S327/431A and pGEX-DLC1-S327/419/431A constructs were generated by subcloning of Ecl136II fragments from the respective full-length constructs into the pGEX6P1 vector linearized with SmaI.

Cell culture and transfection

HEK293T, COS7, MCF7 and MDAMB231 cells were grown in RPMI containing 10% FCS in a humidified atmosphere containing 5% CO2. HEK293T cells were transfected using TransIT293 reagent (Mirus). For immunofluorescence, MCF7 and COS7 cells were grown on glass coverslips and transfected with Lipofectamine 2000 (Invitrogen). Flp-In T-Rex HEK293 cells (Invitrogen) were grown in DMEM containing 10% FCS, 100 μg/ml zeocin and 15 μg/ml blasticidin. These cells stably express the Tet repressor and contain a single Flp Recombination Target (FRT) site and were used to generate the Flp-In-DLC1 line. Cells were cotransfected with pcDNA5/FRT/TO-GFP-DLC1 and the Flp recombinase expression plasmid pOG44 at a ratio of 1:10 and then selected with 100 μg/ml hygromycin. Stable MCF7 lines were generated by transfection of vectors encoding Flag-tagged DLC1 wild type and S327/431, or empty vector as a control, followed by selection with 1.5 μg/ml puromycin for 10 days.

Immunofluorescence microscopy

Cells were fixed in 4% paraformaldehyde for 10 minutes, washed and incubated with PBS containing 0.1 M glycine for 15 minutes. Cells were permeabilized with PBS containing 0.1% Triton for 5 minutes and blocked with 5% goat serum in PBS containing 0.1% Tween-20 for 30 minutes. Cells were then incubated with primary antibody diluted in blocking buffer for 2 hours, followed by incubation with secondary antibody diluted in blocking buffer for 1 hour. Coverslips were mounted in Fluoromount G (Southern Biotechnology) and analyzed on a confocal laser-scanning microscope (TCS SL, Leica) using 488 nm and 543 nm excitation and a 40.0/1.25 HCX PL APO objective lens.

Bacterial expression of GST proteins

E. coli were transformed with pGEX vectors encoding GST-14-3-3 proteins, DLC1(aa 242-569) variants or GST alone and expression was induced with 0.1 mM IPTG for 4 hours at 37°C. The bacterial cultures were harvested and pellets were resuspended in PBS containing Complete protease inhibitors (Roche). The suspension was then sonicated 3× for 10 seconds on ice, Triton X-100 was added to a final concentration of 1% and the lysate centrifuged for 10 minutes at 8000 gramo. Purification of GST-tagged proteins was performed with glutathione resin (GE Healthcare). The resin was washed with PBS and the purity and amount of bound GST proteins was then determined by SDS-PAGE and Coomassie blue staining.

Pull-downs, immunoprecipitation and western blotting

Whole-cell extracts were obtained by solubilizing cells in Triton X-100 extraction buffer (TEB) (50 mM Tris-HCl, pH 7.5, 150 mM NaCl, 1% Triton X-100, 1 mM sodium orthovanadate, 10 mM sodium fluoride, and 20 mM β-glycerophosphate plus Complete protease inhibitors). Lysates were clarified by centrifugation at 16,000 gramo for 10 minutes. Pull-downs were performed by incubating whole-cell extracts with immobilized GST proteins for 2 hours. Beads were washed three times with TEB. For immunoprecipitations, equal amounts of protein were incubated with specific antibodies for 2 hours on ice. Immune complexes were collected with protein-G-Sepharose (GE Healthcare) and washed three times with TEB. In the case of stably expressed Flag-DLC1, precipitation was overnight and washes were with TEB containing 0.5% Triton X-100. Precipitated proteins were released by boiling in sample buffer, subjected to SDS-PAGE and blotted onto PVDF membranes (Roth). After blocking with 0.5% blocking reagent (Roche) in PBS containing 0.1% Tween 20, filters were probed with specific antibodies. Proteins were visualized with HRP-coupled secondary antibody using the ECL detection system (Pierce) or alkaline phosphatase-coupled secondary antibody and NBT/BCIP as a substrate.

Kinase assays

Equal amounts of the purified GST-DLC1(aa242-569) proteins were mixed with kinase buffer (50 mM Tris-HCl, pH 7.4, 10 mM MgCl2, 1 mM DTT) containing 2 μCi [γ- 32 P]ATP and incubated for 5 minutes at 37°C in the presence or absence of 50 ng purified Myc-PKD1 (Dieterich et al., 1996). Samples were then resolved by SDS-PAGE, transferred to membrane and analyzed on a PhosphoImager (Molecular Dynamics), followed by immunoblotting.

Luciferase reporter assays

HEK293 Flp-In-DLC1 cells were grown on collagen-coated 24-well dishes and transfected with 50 ng each of the 3DA.Luc firefly luciferase reporter containing three SRF binding elements, pRL-TK, a Renilla luciferase plasmid under the control of the thymidine kinase promoter, and pEF-HA-14-3-3τ. After serum starvation overnight, DLC1 expression was switched on by addition of 10 ng/ml doxycycline and, 4 hours later, cells were stimulated with 100 nM PDBu for 4 hours. Cells were lysed with 300 μl passive lysis buffer (Promega) and luciferase activities in 10 μl lysate were measured by addition of 50 μl firefly substrate (470 μM D-luciferin, 530 μM ATP, 270 μM coenzyme A, 33 mM DTT, 20 mM Tricine, 2.67 mM MgSO4, 0.1 mM EDTA, pH 7.8), followed by addition of 100 μl Renilla substrate (0.7 μM coelenterazine, 2.2 mM Na2EDTA, 0.44 mg/ml bovine serum albumin, 1.1 M NaCl, 1.3 mM NaN3, 0.22 M potassium phosphate buffer, pH 5.0). Luminescence was measured with a Tecan Infinite 200M plate reader.

Rho activity measurements

HEK293T cells transiently expressing the Raichu-RhoA biosensor were lysed in 50 mM Tris-HCl, pH 7.5, 5 mM β-glycerophosphate, 5 mM sodium fluoride and 0.5% Triton X-100 and debris was removed by centrifugation at 16,000 gramo for 10 minutes. Emission ratios (FRET/CFP) were determined by measuring CFP and YFP fluorescence after background subtraction at 475 and 530 nm, respectively, using a Tecan Infinite 200M plate reader (excitation, 433 nm).

MTT assays

Approximately 2000 cells in 150 μl medium were plated into 96-well plates (norte=5) and incubated with 15 μl of 3-(4,5-dimethylthiazol-2yl-)2,5-diphenyl tetrazolium bromide (MTT) solution (5 mg/ml) for 2 hours. Cells were lysed in 100 μl 50% dimethylformamide containing 10% SDS and absorbance at 595 nm was determined with background subtraction at 655 nm and absorbance of medium alone using a SpectraMax 340PC 384 reader (Molecular Devices).


Phosphoproteomics combined with quantitative 14-3-3-affinity capture identifies SIRT1 and RAI as novel regulators of cytosolic double-stranded RNA recognition pathway

N1 - Copyright © 2014, The American Society for Biochemistry and Molecular Biology.

N2 - Viral double-stranded RNA (dsRNA) is the most important viral structure recognized by cytosolic pattern-recognition receptors of the innate immune system, and its recognition results in the activation of signaling cascades that stimulate the production of antiviral cytokines and apoptosis of infected cells. 14-3-3 proteins are ubiquitously expressed regulatory molecules that participate in a variety of cellular processes, and 14-3-3 protein-mediated signaling pathways are activated by cytoplasmic dsRNA in human keratinocytes. However, the functional role of 14-3-3 protein-mediated interactions during viral dsRNA stimulation has remained uncharacterized. Here, we used functional proteomics to identify proteins whose phosphorylation and interaction with 14-3-3 is modulated by dsRNA and to characterize the signaling pathways activated during cytosolic dsRNA-induced innate immune response in human HaCaT keratinocytes. Phosphoproteome analysis showed that several MAPK- and immune-response-related signaling pathways were activated after dsRNA stimulation. Interactome analysis identified RelAassociated inhibitor, high-mobility group proteins, and several proteins associated with host responses to viral infection as novel 14-3-3 target proteins. Functional studies showed that RelA-associated inhibitor regulated dsRNA-induced apoptosis and TNF production. Integrated network analyses of proteomic data revealed that sirtuin1 was a central molecule regulated by 14-3-3s during dsRNA stimulation. Further experiments showed that sirtuin 1 negatively regulated dsRNA-induced NF?B transcriptional activity, suppressed expression of antiviral cytokines, and protected cells from apoptosis in dsRNA-stimulated and encephalomyocar-ditis-virus-infected keratinocytes. In conclusion, our data highlight the importance of 14-3-3 proteins in antiviral responses and identify RelA-associated inhibitor and sirtuin 1 as novel regulators of antiviral innate immune responses.

AB - Viral double-stranded RNA (dsRNA) is the most important viral structure recognized by cytosolic pattern-recognition receptors of the innate immune system, and its recognition results in the activation of signaling cascades that stimulate the production of antiviral cytokines and apoptosis of infected cells. 14-3-3 proteins are ubiquitously expressed regulatory molecules that participate in a variety of cellular processes, and 14-3-3 protein-mediated signaling pathways are activated by cytoplasmic dsRNA in human keratinocytes. However, the functional role of 14-3-3 protein-mediated interactions during viral dsRNA stimulation has remained uncharacterized. Here, we used functional proteomics to identify proteins whose phosphorylation and interaction with 14-3-3 is modulated by dsRNA and to characterize the signaling pathways activated during cytosolic dsRNA-induced innate immune response in human HaCaT keratinocytes. Phosphoproteome analysis showed that several MAPK- and immune-response-related signaling pathways were activated after dsRNA stimulation. Interactome analysis identified RelAassociated inhibitor, high-mobility group proteins, and several proteins associated with host responses to viral infection as novel 14-3-3 target proteins. Functional studies showed that RelA-associated inhibitor regulated dsRNA-induced apoptosis and TNF production. Integrated network analyses of proteomic data revealed that sirtuin1 was a central molecule regulated by 14-3-3s during dsRNA stimulation. Further experiments showed that sirtuin 1 negatively regulated dsRNA-induced NF?B transcriptional activity, suppressed expression of antiviral cytokines, and protected cells from apoptosis in dsRNA-stimulated and encephalomyocar-ditis-virus-infected keratinocytes. In conclusion, our data highlight the importance of 14-3-3 proteins in antiviral responses and identify RelA-associated inhibitor and sirtuin 1 as novel regulators of antiviral innate immune responses.


Construction of arabinose inducible ExoS derivatives and infection of cells

To ensure protein stability of ExoS derivatives, mutant alleles were coexpressed with orf1, encoding the cognate nonsecreted chaperone of ExoS [ [38, 42] ]. In all cases, DNA was amplified by PCR using conditions described previously [ [43] ]. pMF366 was constructed from amplified DNA from pTS103 [ [38] ] harbouring wild-type orf1, which was cloned into the NcoI/XhoI (shown in italic type) sites of pBAD/Myc-His under the control of an arabinose inducible promoter using the orf1 specific primers porf1a (forward): 5′-GCCGCCTCCATGGACTCGGAACACGCC-3′ and porf1b (reverse): 5′-TCGCCCGACTCGAGTCAGCGTAGCTCTTC-3′. Wild-type exoS sequence was cloned into the XhoI/KpnI (shown in italic type) sites of pMF366 to generate the plasmid pMF384, using DNA amplified from pTS103 with the exoS specific primer pair pexoSa (forward): 5′-CGGAGAAACTCGAGGAGAAGGCAACCATC-3′, pexoSb (reverse): 5′-GTCTTTCTGGTACCACCGGTCAGGCCAGA-3′. pMF419 and pMF420 were obtained by replacing the C-terminal ClaI/KpnI fragment from pMF384 with DNA amplified and restriction enzyme cut with ClaI/KpnI from pGEX-2TK-ExoS(SΔ) and pGEX-2TK-ExoS (S3), respectively, using the exoS specific primers, pexoSseq3 (position 973–991 forward): 5′-AAGTGATGGCGCTTGGTCT-3′ and pexoSd (reverse): 5′-ATGCATGGTACCTCAGGCCAGATCAAGGCCGCG-3′. All constructs were confirmed by sequence analysis. Stable induction of protein expression in strains grown in the presence of 0.02% l (+) arabinose was confirmed by Western analysis as described previously [ [44] ], using polyclonal rabbit anti-ExoS [ [38] ]. Bacterial infection of cells was performed in the presence of 0.1% l (+)arabinose as described previously [ [45] ].


Phosphorylation-related modification at the dimer interface of 14-3-3ω dramatically alters monomer interaction dynamics

14-3-3 proteins are generally believed to function as dimers in a broad range of eukaryotic signaling pathways. The consequences of altering dimer stability are not fully understood. Phosphorylation at Ser58 in the dimer interface of mammalian 14-3-3 isoforms has been reported to destabilise dimers. An equivalent residue, Ser62, is present across most Arabidopsis isoforms but the effects of phosphorylation have not been studied in plants. Here, we assessed the effects of phosphorylation at the dimer interface of Arabidopsis 14-3-3ω. Protein kinase A phosphorylated 14-3-3ω at Ser62 and also at a previously unreported residue, Ser67, resulting in a monomer-sized band on native-PAGE. Phosphorylation at Ser62 alone, or with additional Ser67 phosphorylation, was investigated using phosphomimetic versions of 14-3-3ω. In electrophoretic and chromatographic analyses, these mutants showed mobilities intermediate between dimers and monomers. Mobility was increased by detergents, by reducing protein concentration, or by increasing pH or temperature. Urea gradient gels showed complex structural transitions associated with alterations of dimer stability, including a previously unreported 14-3-3 aggregation phenomenon. Overall, our analyses showed that dimer interface modifications such as phosphorylation reduce dimer stability, dramatically affecting the monomer-dimer equilibrium and denaturation trajectory. These findings may have dramatic implications for 14-3-3 structure and function in vivo.

Palabras clave: 14-3-3 Protein Dimerisation Dynamic equilibrium Monomer Phosphomimetic mutation Phosphorylation.


Bacterial Pathogenesis

Pathogenesis is defined as the origination and development of a disease. Insights into disease etiology and progression, the two major aspects of pathogenesis, are paramount in the prevention, management and treatment of various diseases. In many cases the mechanical properties of the tissue or cellular environment contribute to disease progression or its onset, and this is also true in diseases arising from bacterial infection. For instance, the ability of a bacteria to invade a cell or tissue, to establish an infection within the body and to avoid or even exploit the immune response is often dependent on the bacteria&rsquos ability to manipulate the host cytoskeleton, and exploit various biochemical pathways that respond to changes in mechanical stimuli.

The mechanobiology of infection and bacterial pathogenesis

During an infection, an external virulent agent like bacteria, virus or fungi, invades into body tissues and proliferates, causing disease. These pathogens employ multiple mechanisms of invasion, evasion of host immune responses and survival or replication within the host. While some molecular mechanisms may be unique to a particular pathogen, some may be conserved across species. A component of the host cell that is modulated by pathogens, both extracellular and intracellular, is the plasma membrane , being the first point of contact between the pathogen and host cell. The nature and outcome of membrane modulation differs depending on the pathogen, for instance, some pathogenic bacteria produce pore-forming toxins that modulate the membrane, whereas some hijack the membrane trafficking pathways. Membrane modulation often leads to rearrangement of the host cell cytoskeleton that enables entry, transport and survival of the pathogens in the host cell.

The nature of cytoskeletal modification varies with the pathogen and stage of infection. While extracellular pathogens like Yersinia spp activate Rho GTPases to cause cell rounding and inhibition of phagocytosis , intracellular pathogens like Tuberculosis micobacteriana (MTb) exploit phagocytosis by alveolar macrophages for its entry into the host. In the case of the bacteriae Samonella typhimurium y Shigella flexneri, effectors of Type III secretion system 1 (T3SS-1), trigger host signaling pathways that rearrange the host actin cytoskeleton to induce membrane ruffling , thus invoking macropinocytosis and engulfment of the bacteria. The precise molecular mechanisms underlying bacterial uptake are not clear, although a mechanism involving direct activation of Rho GTPases leading to actin polymerization either through Arp2/3- or formin-dependent pathways is likely in the case of Salmonella [1] . Some bacteria like L. monocytogenes, S. flexneri, Ricketssia spp., use actin tails to move within and between cells [2] . Other cytoskeletal components like microtubules (Salmonela), intermediate filaments (Clamidia) and septins are also recruited/altered for pathogenesis.

Once internalized, bacteria thrive within vacuoles formed both in phagocytic and non-phagocytic host cells. The Salmonella Containing Vacuole (SCV) is integrated with the early endocytic pathway, but they escape lysosomal fusion and lysis [3] . During SCV maturation, an F-actin meshwork is formed around bacterial vacuoles in a process known as vacuole-associated actin polymerization (VAP) that reinforces the integrity of the vacuolar membrane. Mature SCVs are found in a perinuclear position, proximal to the Golgi apparatus. Salmonellae within SCVs also induce the formation of tubular aggregates along a scaffold of microtubules called Salmonella-induced filaments (SIFs) that extend from SCVs throughout the cell. Therefore, an intricate link exists between the host cytoskeleton and Salmonella pathogenesis at various stages. Other intracellular bacteria like Mycobacteria, Coxiella, Legionella, y Brucella also reside within vacuoles and exploit different components of the endocytic and secretory pathways for pathogenesis.

los enteropathogenic Escherichia coli (EPEC) modulate the membrane and cytoskeleton through yet another unique mechanism. The EPEC T3SS encodes the translocated intimin receptor (Tir), which localizes to the plasma membrane to induce actin polymerization. This results in the formation of a pedestal structure beneath the bacterium [4] . los enterohaemorrhagic E. coli (EHEC) also forms actin pedestals through a molecular mechanism distinct from that of EPEC [5] .

Los virus también reconfiguran y reorganizan la actina al entrar en las células huésped [6]. Los virus tumorales como el citomegalovirus humano (HCMV) pueden tener un papel oncomodulador dependiendo del estado de las isoformas Rho GTPasa [7]. Muchos virus también aprovechan los filopodios para entrar en una célula huésped y para la transmisión horizontal entre células [8]. Los hongos patógenos Candida albicans modificar la actina y alterar la migración celular para invadir los tejidos [9].

Irónicamente, el citoesqueleto del huésped que los patógenos explotan para la virulencia, también es utilizado por la célula huésped en la inmunidad autónoma de la célula, por lo que la célula huésped intenta eliminar el patógeno [10]. De hecho, los reordenamientos citoesqueléticos durante la infección bacteriana ayudan en la detección bacteriana y el inicio de respuestas inmunes, proporcionando andamios para la compartimentación de patógenos y llevando a cabo la autofagia o la muerte de la célula huésped que conduce a la eliminación del patógeno [11].


Ver el vídeo: CONTROL DE PATÓGENOS TRANSMITIDOS POR EL AGUA (Agosto 2022).