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26: Metabolismo del ARN - Biología

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26: Metabolismo del ARN

Metabolismo del ARN en enfermedades neurodegenerativas

Las enfermedades neurodegenerativas relacionadas con el envejecimiento son enfermedades neurológicas progresivas y mortales que se caracterizan por la pérdida irreversible de neuronas y la gliosis. Con una población creciente de personas que envejecen, existe una necesidad imperiosa de comprender mejor la biología básica que subyace a estas enfermedades. Aunque se han implicado diversos mecanismos de enfermedad en la neurodegeneración, ha surgido un tema común de procesamiento de ARN alterado como un factor unificador que contribuye a la enfermedad neurodegenerativa. El procesamiento del ARN incluye una serie de procesos distintos, incluido el empalme, el transporte y la estabilidad del ARN, así como la biogénesis de los ARN no codificantes. Aquí, destacamos cómo algunos de estos mecanismos se alteran en la enfermedad neurodegenerativa, incluida la localización errónea de proteínas de unión a ARN y su secuestro inducido por repeticiones de microsatélites, alteraciones de la biogénesis de microARN y biogénesis de ARNt defectuosa, así como cambios en la no codificación intergénica larga. ARN. También destacamos las posibles intervenciones terapéuticas para cada uno de estos mecanismos.

Palabras clave: Enfermedad El microsatélite repite ARN ARN proteínas de unión lncARN miARN ARNt.

© 2017. Publicado por The Company of Biologists Ltd.

Declaracion de conflicto de interes

Intereses en competencia Los autores declaran no tener intereses en competencia o financieros.


El grupo Hentze combina enfoques bioquímicos y a nivel de sistemas para investigar las conexiones entre la expresión génica y el metabolismo celular, y sus funciones en las enfermedades humanas.

Los pasos importantes en el control de la expresión génica se ejecutan en el citoplasma mediante la regulación de ARNm a través de proteínas de unión a ARN (RBP) y ARN reguladores no codificantes. Estamos dilucidando estos mecanismos reguladores, combinando enfoques bioquímicos y de sistemas "reduccionistas" en mamíferos, levaduras y Drosophila sistemas modelo.

Desarrollamos las técnicas de "captura del interactoma de ARNm", para definir "todas" las RBP asociadas con los ARNm. en vivo (Castello et al., 2012) - y "RBDmap" - para identificar los dominios de unión al ARN de RBP previamente desconocidas (Castello et al., 2016). Este trabajo condujo al descubrimiento de que cientos de proteínas celulares aparentemente bien caracterizadas también se unen al ARN (enigmRBP) (Beckmann et al., 2015). Estos descubrimientos ofrecen un punto de partida ideal para la exploración de "enigmRBPs" y "redes REM" (Hentze & amp Preiss, 2010), que esperamos conectar el metabolismo celular y la expresión génica de formas previamente desconocidas (figura 1).

Dentro de la Unidad de Asociación de Medicina Molecular (MMPU), estamos investigando los procesos postranscripcionales de la descomposición mediada por sinsentidos (NMD) y el procesamiento del extremo 3 'y su importancia en las enfermedades genéticas, junto con Andreas Kulozik, de la Universidad de Heidelberg. Nuestro segundo gran interés es la biología del metabolismo del hierro en mamíferos (figura 2). Este trabajo incluye la definición de las funciones de la red reguladora IRE / IRP y su diafonía con la hormona del hierro hepcidina. Dentro del MMPU, junto con Martina Muckenthaler, de la Universidad de Heidelberg, estudiamos las bases moleculares de las enfermedades genéticas y no genéticas del metabolismo del hierro humano. Nuestro trabajo emplea cepas de ratón knockout condicionales para IRP1 e IRP2 y modelos de ratón de enfermedades del metabolismo del hierro.

Proyectos y metas futuros

  • Explorar, definir y comprender enigmRBPs y redes REM.
  • Determinar si los ARN regulan proteínas similares a las interacciones proteína-proteína.
  • Ayudar a dilucidar el papel del metabolismo del ARN en la enfermedad y desarrollar nuevas estrategias diagnósticas y terapéuticas basadas en este conocimiento.
  • Comprender los mecanismos moleculares y los circuitos reguladores que subyacen a la homeostasis fisiológica del hierro.

Para temas de investigación y proyectos de los equipos de la MMPU, consulte la Unidad de Asociación de Medicina Molecular (MMPU) y el Hospital Universitario de Heidelberg.

EMBL es el laboratorio insignia de Europa para las ciencias de la vida, una organización intergubernamental con más de 80 grupos de investigación independientes que cubren el espectro de la biología molecular.


En el casquete y luego se disocian, y el CBC se une al casquete y al c-terminal.

ARN POL II

CSC se une al terminal C fosforilado del ARN POL II

El complejo de unión de la tapa se une a la tapa y al c-terminal

El ataque nucleófilo conduce a la unión de GMP al extremo 5 'del ARNm.

La guanina-7-metil-transferasa une un grupo metilo al N7 de la base de guanina.

Entonces tenemos nuestro producto de la imagen anterior, donde GMP se agrega al final de 5 '. Entonces entrará la guanina-7-metil-transferasa y metilará el nitrógeno 7 en la base de guanina. Entonces, tenemos una ubicación de la tapa de 7-metilguanosina en el extremo de 5 '(estructura a la izquierda de la imagen de arriba).

Funciones de la tapa de 7-metilguanosina

La 2'-O-metiltransferasa cataliza la unión de un grupo metilo al 2'-OH de la ribofuranosa.

Esta reacción no siempre ocurre.

Si los grupos 2 'se hidrolizan, la estructura de la molécula ya no se reconocería como ARNm, por lo que no habría más traducción.

La 2'-O-metiltransferasa unirá grupos metilo a los primeros 2-4 nucleótidos

Se desconoce la función de metilar el grupo hidroxilo 2 '. Se cree que previene la autohidrólisis.

Organización genética: intrones y exones

Los intrones son regiones no traducidas de un gen.

No guarde el código genético de las proteínas funcionales.

Los exones son regiones traducidas de un gen.

Mantenga el código genético de la proteína funcional

Deben eliminarse los intrones y empalmarse los exones para obtener el ARNm correcto para la proteína funcional.

Entonces, cuando hablamos de empalme de ARN, estamos hablando de la eliminación de intrones y la unión de exones. Los intrones son las regiones intermedias entre los exones. Entonces, si eliminamos los intrones, tenemos que unir los exones para obtener un ARNm completamente funcional. El empalmeosoma media el empalme del ARNm.

1ª ronda de procesamiento postranscripcional

Después de la segunda ronda de procesamiento. Eliminación de intrones y exones unidos

El empalmeosoma media el empalme del exón del ARNm

Nucleoproteínas (snRNP o "snurps").

El espliceosoma es realmente un complejo de snurp

FIGURA 26-17b (parte 2) Mecanismo de empalme en transcripciones primarias de ARNm. (b) Ensamblaje de espliceosomas. Los snRNP de U1 y U2 se unen, luego los snRNP restantes (el complejo U4-U6 y U5) se unen para formar un espliceosoma inactivo. Los reordenamientos internos convierten esta especie en un espliceosoma activo en el que U1 y U4 han sido expulsados ​​y U6 está emparejado tanto con el sitio de empalme 5 como con ′ U2. A esto le siguen los pasos catalíticos, que son paralelos a los del empalme de los intrones del grupo II (véase la figura 26-16).

Recuerde que el residuo de adenilato tiene un grupo hidroxilo de 3 'y 2'. El espliceosoma activo catalizará el ataque nucleófilo del grupo 2’OH sobre el grupo fosfato en el sitio de empalme 5 ’. El fosfato de la guanina se une al 2 ’OH del adenilato. Tenemos a UG, invertido de GU de alguna manera. El grupo OH 2 'une el grupo fosfato en el sitio de empalme 5'. La guanina se une al adenilato mediante un enlace fosfodiéster de 2'-5 '. El exón 1 es el grupo saliente. En lugar de un bucle, tenemos un intrón de bucle cerrado y lazo. (Piense en un lazo como la cuerda en las películas de vaqueros). El espliceosoma cataliza el ataque nucleófilo por el grupo 3'PO 4 del exón 1 en el sitio de empalme 5 'y el grupo 5' PO 4 del exón 2 en el sitio de empalme 3 '. El sitio de empalme recibe el nombre de la direccionalidad del intrón. El sitio de empalme de 5 'contiene el PO 4 de 5' del intrón, el 3'PO 4 del exón 1, el exón que está aguas arriba del sitio de empalme. El espliceosoma actúa como una endonucleasa que rompe un enlace fosfodiéster, de modo que eso nos deja con un enlace fosfodiéster 3 y ampgt5 'en el exón 1.

PDB de 3 y 5 '

Preguntas para hacerle a Gracz: ¡ÉL dijo adenina en lugar de adenilato! ** pide confirmación Revisa esto con GRACz

Resumen: mecanismo de empalmesoma

Formación de estructura de lazo

Si miramos un sitio de empalme activo, mire arriba para ver el sitio U6 y U2. Tenemos un ataque nucleófilo por el grupo 2'-hidroxilo, un enlace fosfodiéster en el sitio de empalme 5 '. Entonces, el exón 1 es el grupo saliente, tenemos la formación de una estructura de lazo (el nudo corredizo), tan pronto como el exón sale, tenemos un 3'OH libre y el espliceosoma cataliza el ataque nucleófilo sobre el grupo fosfato en el sitio de empalme 3 'de el exón 2. El intrón lariat actúa como un grupo saliente y los exones se unen. El bucle que vemos es causado por el ataque del adenilato 2'OH, yendo de GU a UG.

Escisión alternativa y poliadenilación

FIGURA 26-20a Dos mecanismos para el procesamiento alternativo de transcripciones complejas en eucariotas. (a) Patrones alternativos de escisión y poliadenilación. Se muestran dos sitios poli (A), A 1 y A 2. Este proceso es responsable de generar diversidad en los dominios variables de las cadenas pesadas de inmunoglobulinas.

La transcripción primaria sale del ARNm o del ARN POL. Hay dos escisiones por adenilación diferentes en los sitios Poli A. La terminación del gen es "precisa". La escisión ocurre aguas abajo de donde se une CPSF. Así que tenemos estos sitios de clivaje alternativos. No olvide que la división de la transcripción estimula la PAP. Las secuencias adicionales de nucleótidos pueden alterar la funcionalidad de la proteína o hacerla no funcional.

Secuencia de consenso reconocida por la proteína CPSF

Empalme alternativo por espliceosoma

FIGURA 26-20b Dos mecanismos para el procesamiento alternativo de transcripciones complejas en eucariotas. (b) Patrones de empalme alternativos. Se muestran dos 3 sitios de empalme diferentes. ′ En ambos mecanismos, se producen diferentes ARNm maduros a partir del mismo transcrito primario.

Podemos tener sitios de empalme alternativos de 3 '. Las proteínas solo ven exones e intrones como secuencias de nucleótidos. Entonces, dependiendo de si cada región se interpreta como un intrón o un exón, podemos tener un empalme alternativo de estos tipos de genes donde puede obtener diferentes tipos de proteínas dependiendo de los sitios de empalme. Entonces, el resultado puede ser proteínas que están relacionadas en función pero tendrán diferentes funcionalidades. La diferencia en esas funcionalidades podría ser la diferencia en el ligando endógeno.

Consecuencias del empalme de genes

Empalme alternativo de tropomisina

Un solo gen permite la codificación de proteínas relacionadas que tienen diferentes funciones.

Protege de las exonucleasas 3 '

Las hembras expresan la proteína SXL (producto del gen letal sexual (sxl) mientras que los machos no. SXL

dirige la unión de U2AF para indicar un sitio de empalme 3 'diferente en las hembras. Esto da como resultado el

eliminación del codón de parada prematuro en la proteína TRA en hembras. TRA es funcional en

moscas de la fruta hembras. En las moscas de la fruta macho, TRA está inactivo debido al truncamiento del codón de parada del

proteína funcional. La proteína TRA continúa afectando el empalme de una proteína DSX-F funcional

que actúa como represor de genes específicos masculinos.

Este es un ejemplo de empalme no aleatorio y cómo se controla. Un ejemplo sería el sexo

determinación en moscas de la fruta. Así que estamos buscando un gen para la proteína TRA que es un transformador.

proteína. Podemos ver el gen en los machos. Las hembras tienen una proteína llamada SXL o proteína letal sexual.

mientras que los machos no tienen esta proteína Por lo tanto, en los machos, el ssNRP U2 se une al sitio de empalme para que el

el área gris de arriba se elimina como un intrón, por lo que tenemos la sección 1 conectada a la región azul

conectado a la región 2 conectado a la región 3. En las mujeres, la proteína letal sexual se une a la primera

sitio de unión inicial de U2 y evita que U2 se una al área gris como en los machos. Entonces en

en las hembras, el área azul se elimina como un intrón, mientras que en los machos es un exón. En hombres, UAG

proteína detiene la síntesis en el área azul, pero en las mujeres, obtienen la versión completa de la

proteína transformadora porque se elimina el sitio de parada prematura. Entonces, en los hombres, el transformador es

no funcional debido a la parada temprana, y en las mujeres es completamente funcional. Transformador

la proteína continúa y actúa como represor y suprime la expresión de la

genes característicos de las hembras. En los hombres, el transformador no funcional se enciende y no

reprime la expresión característica masculina. Así que aquí tenemos un empalme alternativo pero dirigido no


La traducción puede ocurrir en el citoplasma o en el retículo endoplásmico rugoso. Dos factores moleculares que juegan un papel clave en la traducción son los ARN de transferencia.

Después del proceso de replicación del ADN, la nueva hebra de ADN terminaría creando una doble hélice. La transcripción hace que el ARN forme parte de una secuencia genética. .

La enzima ARN polimerasa sintetiza ARNm siguiendo las reglas del apareamiento de bases compatibles. Por ejemplo, la secuencia de ADN A, T, G, C, G indica el complementario.

Esta síntesis discontinua de ADN hace que se formen segmentos cortos de ADN llamados fragmentos de Okazaki. A medida que la ADN polimerasa continúa sintetizando ADN, Topoiso.

La secuencia de aminoácidos se separó y se comparó. Todas las piezas se separaron y se devolvieron a la bolsa. Resultados En este laboratorio, se construyó un modelo de ADN y luego el.

En la región del enlazador, el rojo PXS / TP (o S / TP) indica el sitio de fosforilación potencial para las MAPK ERK1 / 2, y el cuadrado indica el PY (prolina-tirosina.

Tener una o dos hebras marca una gran diferencia, porque el ARN tiene una sola hebra, su tejido es más pequeño que el ADN, lo que hace que el ARN pase a través del núcleo.

Por lo tanto, la expresión génica es el proceso de conversión de instrucciones de ADN en el producto final. Código genético En el proceso de traducción, el nucleoto del ARNm.

Un proceso de transcripción básico comienza con un codón de inicio donde la traducción comienza por la iniciación del ribosoma. Estos ribosomas se mueven a través del ARNm para generar.

El ADN viral es reconocido por CAS3, una ADN nucleasa y helicasa dependiente de ATP, (Sinkunas et al., 2011), el espaciador se procesa y las hebras se insertan. Los.


Metabolismo del ARN del cloroplasto

El genoma del cloroplasto codifica proteínas necesarias para la fotosíntesis, la expresión génica y otras funciones orgánicas esenciales. Derivado de un ancestro cianobacteriano, el cloroplasto combina características procariotas y eucariotas de la expresión génica y está regulado por muchas proteínas codificadas por núcleos. Esta revisión cubre cuatro procesos postranscripcionales principales del cloroplasto: procesamiento, edición, empalme y recambio de ARN. El procesamiento de ARN incluye la generación de los extremos 5 'y 3' de la transcripción, así como la escisión de las transcripciones policistrónicas. La edición convierte residuos C específicos en U y, a menudo, cambia el aminoácido especificado por el codón editado. Los cloroplastos presentan intrones de los grupos I y II, que experimentan cis- o trans-splicing in vivo. Cada uno de estos procesos basados ​​en ARN involucra proteínas de la familia que contiene el motivo pentatricopeptídico, que no ocurre en procariotas. Las proteínas de unión a ARN específicas de las plantas pueden respaldar la adaptación del cloroplasto al contexto eucariota.


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Descubriendo las complejidades específicas del tipo celular de la expresión génica y el metabolismo del ARN mediante el etiquetado TU y el etiquetado EC

Michael D. Cleary, Biología Celular Molecular, Facultad de Ciencias Naturales, Universidad de California, Merced, Merced, CA 95343.

Biología Celular Molecular, Facultad de Ciencias Naturales, Universidad de California, Merced, Merced, California

Michael D. Cleary, Biología Celular Molecular, Facultad de Ciencias Naturales, Universidad de California, Merced, Merced, CA 95343.

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Abstracto

Cell type-specific transcription is a key determinant of cell fate and function. An ongoing challenge in biology is to develop robust and stringent biochemical methods to explore gene expression with cell type specificity. This challenge has become even greater as researchers attempt to apply high-throughput RNA analysis methods under in vivo conditions. TU-tagging and EC-tagging are in vivo biosynthetic RNA tagging techniques that allow spatial and temporal specificity in RNA purification. Spatial specificity is achieved through targeted expression of pyrimidine salvage enzymes (uracil phosphoribosyltransferase and cytosine deaminase) and temporal specificity is achieved by controlling exposure to bioorthogonal substrates of these enzymes (4-thiouracil and 5-ethynylcytosine). Tagged RNAs can be purified from total RNA extracted from an animal or tissue and used in transcriptome profiling analyses. In addition to identifying cell type-specific mRNA profiles, these techniques are applicable to noncoding RNAs and can be used to measure RNA transcription and decay. Potential applications of TU-tagging and EC-tagging also include fluorescent RNA imaging and selective definition of RNA–protein interactions. TU-tagging and EC-tagging hold great promise for supporting research at the intersection of RNA biology and developmental biology.


RNA delivers the genetic instructions contained in DNA to the rest of the cell.

Covid-19 stands for “coronavirus disease 2019.”

In the past few decades, as scientists came to realize that genetic material is largely regulated by the RNA it encodes, that most of our DNA produces RNA, and that RNA is not only a target but also a tool for disease therapies, “the RNA research world has exploded,” Maquat says. “The University of Rochester understood this.”

In 2007, Maquat founded The Center for RNA Biology as a means of conducting interdisciplinary research in the function, structure, and processing of RNAs. The Center involves researchers from both the River Campus and the Medical Center, combining expertise in biology, chemistry, engineering, neurology, and pharmacology.

“Our strength as a university is our diversity of research expertise, combined with our highly collaborative nature,” says Dragony Fu, an associate professor of biology on the River Campus and a member of the Center for RNA Biology. “We are surrounded by outstanding researchers who enhance our understanding of RNA biology, and a medical center that provides a translational aspect where the knowledge gained from RNA biology can be applied for therapeutics.”

How does RNA relate to disease?

A graphic created by the New York Times illustrates how the coronavirus that causes COVID-19 enters the body through the nose, mouth, or eyes and attaches to our cells. Once the virus is inside our cells, it releases its RNA. Our hijacked cells serve as virus factories, reading the virus’s RNA and making long viral proteins to compromise the immune system. The virus assembles new copies of itself and spreads to more parts of the body and—by way of saliva, sweat, and other bodily fluids—to other humans.

“Once the virus is in our cells, the entire process of infection and re-infection depends on the viral RNA,” Maquat says.

One of the reasons viruses are such a challenge is that they change and mutate in response to drugs.

That means novel virus treatments and vaccines have to be created each time a new strain of virus presents itself. Armed with innovative research on the fundamentals of RNA, scientists are better able to develop and test therapeutics that directly target the RNAs and processes critical to a virus’s life cycle.

How do RNA vaccines work?

Traditional vaccines against viruses like influenza inject inactivated virus proteins called antigens. The antigens stimulate the body’s immune system to recognize the specific virus and produce antibodies in response, with the hope that these antibodies will fight against future virus infection.

RNA-based vaccines—such as those developed by Pfizer/BioNTech and American biotechnology company Moderna—do not introduce an antigen, but instead inject a short sequence of synthetic messenger RNA (mRNA) that is enclosed in a specially engineered lipid nanoparticle. This mRNA provides cells with instructions to produce the virus antigen themselves.

Once the mRNA from a vaccine is in our body, for example, it “instructs” the protein synthesis machinery in our cells, which normally generates proteins from the mRNAs that derive from our genes, to produce a piece of the SARS-CoV-2 virus spike protein. Since the SARS-CoV-2 virus spike protein is foreign to our bodies, our bodies will then make antibodies that inactivate the protein.

“Should the virus enter our body from an infected person, these antibodies will bind to and inactivate the virus by binding to its spike proteins, which coat the outside of the viral capsule,” Maquat says.

An RNA-based vaccine therefore acts as a code to instruct the body to make many copies of the virus protein—and the resulting antibodies—itself, resulting in an immune response.

Unlike more traditional vaccines, RNA-based vaccines are also beneficial in that they eliminate the need to work with the actual virus.

“Working with a live virus is costly and very involved, requiring that researchers use special biosafety laboratories and wear bulky personal protective equipment so that the virus is ‘biocontained,’ and no one gets infected,” Maquat says.

Developing a vaccine from a live virus additionally takes much longer than generating an mRNA-based vaccine, but “no one should think the process is simple,” Maquat says of the Pfizer/BioNTech vaccine. “Since it is the first of its kind, a lot had to be worked out.”

How is Rochester’s RNA research applicable to COVID-19?

Researchers Douglas Anderson, Dragony Fu, and Lynne Maquat are among the scientists at the University of Rochester who study the RNA of viruses to better understand how RNAs work and how they are involved in diseases. (University of Rochester photos / Matt Wittmeyer / J. Adam Fenster)

Maquat has been studying RNA since 1972 and was part of the earliest wave of scientists to realize the important role RNA plays in human health and disease.

Our cells have a number of ways to combat viruses in what can be viewed as an “arms race” between host and virus. One of the weapons in our cells’ arsenal is an RNA surveillance mechanism Maquat discovered called nonsense-mediated mRNA decay (NMD).

“Nonsense-mediated mRNA decay protects us from many genetic mutations that could cause disease if NMD werenot active to destroy the RNA harboring the mutation,” she says.

Maquat’s discovery has contributed to the development of drug therapies for genetic disorders such as cystic fibrosis, and may be useful in developing treatments for coronavirus.

“NMD also helps us combat viral infections, which is why many viruses either inhibit or evade NMD,” she adds. “The genome of the virus COVID-19 is a positive-sense, single-stranded RNA. It is well known that other positive-sense, single-stranded RNA viruses evade NMD by having RNA structures that prevent NMD from degrading viral RNAs.”

Maquat’s lab has been collaborating with a lab at Harvard University to test how viral proteins can inhibit the NMD machinery.

Their recent work is focused on the SARS-CoV-2 structural protein called N. Lab experiments and data sets from infected human cells indicate this virus is unusual because it does not inhibit the NMD pathway that regulates many of our genes and some of the virus’s genes. Instead, the virus N protein seems to promote the pathway.

“SARS-CoV-2 reproduces its RNA genome with much higher efficiency than other pathogenic human viruses,” Maquat says. “Maybe there is a connection there time will tell.”

In the Department of Biology, Fu and Jack Werren, the Nathaniel and Helen Wisch Professor of Biology, received expedited funding awards from the National Science Foundation to apply their expertise in cellular and evolutionary biology to research proteins involved in infections from COVID-19. The funding was part of the NSF’s Rapid Response Research (RAPID) program to mobilize funding for high priority projects.

Werren’s research will be important in ameliorating some of the potential side effects of COVID-19 infections, including blood clots and heart diseases, while Fu’s research will provide insight into the potential effects of viral infection on human cell metabolism.

“Our research will provide insight into the potential effects of viral infection on host cellular processes,” Fu says. “Identifying which cell functions are affected by the virus could help lessen some of the negative effects caused by COVID-19.” Green = said twice.

Douglas Anderson, an assistant professor of medicine in the Aab Cardiovascular Research Institute and a member of the Center for RNA Biology, studies how RNA mutations can give rise to human disease and has found that alternative therapeutics, such as the gene-editing technology CRISPR, may additionally “usher in a new approach to how we target and combat infectious diseases,” he says.

For the past few years, Anderson’s lab has developed tools and delivery systems that use the RNA-targeting CRISPR-Cas13 to treat human genetic diseases that affect muscle function. CRISPR-Cas13 is like a molecular pair of scissors that can target specific RNAs for degradation, using small, programmable guide RNAs.

When the health crisis first became apparent in Wuhan, China, researchers in Anderson’s lab turned their focus toward developing a CRISPR-Cas13 therapeutic aimed at SARS-CoV-2. Applying the knowledge already available about coronavirus RNA replication, they designed single CRISPR guide RNAs capable of targeting every viral RNA that is made within a SARS-CoV-2 infected cell. Using a novel cloning method developed in Anderson’s lab, multiple CRISPR guide-RNAs could be packaged into a single therapeutic vector (a genetically engineered carrier) to target numerous viral RNA sites simultaneously. The multi-pronged targeting strategy could be used as a therapy to safeguard against virus-induced cell toxicity and prevent ‘escape’ of viruses which may have undergone mutation.

“Infectious viruses and pandemics seemingly come out of nowhere, which has made it hard to rapidly develop and screen traditional small molecule therapeutics or vaccines,” Anderson says. “There is a clear need to develop alternative targeted therapeutics, such as CRISPR-Cas13, which have the ability to be rapidly reprogrammed to target new emerging pandemics.”

While many new treatments for the novel coronavirus are being considered, there is one thing that is certain, Maquat says: “Targeting RNA, or the proteins it produces, is essential for therapeutically combatting this disease.”

What role will RNA play in the future of vaccines and disease treatments?

Most people living in the United States today have only read about the 1918 flu pandemic and the relatively recent RNA viruses, such as Ebola or Zika, that are seen largely in other countries.

“RNA treatments will most likely be a wave of the future for these and other emerging diseases,” Maquat says. “Epidemiologists know new infectious pathogens are coming given how small the world has become with international travel, including to and from places where humans and animals are in close contact.”

Bats, in particular, are reservoirs for viruses. Many bat species are able to live with viruses without experiencing ill effects, given the bats’ unusual physiology. If these bat viruses mutate so they become capable of infecting humans, however, there will be new diseases, Maquat says.

“It is just a matter of when this will happen and what the virus will be. The hope is that we will be ready and able to develop vaccines against these new viruses with the new pipelines that have been put in place for COVID-19.”

This story was originally published on April 28, 2020, and updated on December 14, 2020.

Lee mas

FDA votes to approve emergency use of Pfizer coronavirus vaccine
Researchers and volunteers in Rochester have been involved in the testing of the Pfizer/BioNTech vaccine since May, and technologies used in the development of the vaccine can trace their origins to decades of infectious disease research conducted at Rochester.

Bats offer clues to treating COVID-19
Bats carry many viruses, including the one behind COVID-19, without becoming ill. University of Rochester biologists are studying the immune system of bats to find potential ways to “mimic” that system in humans. Rochester biologists selected for ‘rapid research’ on COVID-19
Rochester biologists are exploring how coronavirus interacts with cellular proteins to cause COVID-19 under a priority NSF program.

26: RNA Metabolism - Biology

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      Uncovering cell type-specific complexities of gene expression and RNA metabolism by TU-tagging and EC-tagging

      Michael D. Cleary, Molecular Cell Biology, School of Natural Sciences, University of California, Merced, Merced, CA 95343.

      Molecular Cell Biology, School of Natural Sciences, University of California, Merced, Merced, California

      Michael D. Cleary, Molecular Cell Biology, School of Natural Sciences, University of California, Merced, Merced, CA 95343.

      Abstracto

      Cell type-specific transcription is a key determinant of cell fate and function. An ongoing challenge in biology is to develop robust and stringent biochemical methods to explore gene expression with cell type specificity. This challenge has become even greater as researchers attempt to apply high-throughput RNA analysis methods under in vivo conditions. TU-tagging and EC-tagging are in vivo biosynthetic RNA tagging techniques that allow spatial and temporal specificity in RNA purification. Spatial specificity is achieved through targeted expression of pyrimidine salvage enzymes (uracil phosphoribosyltransferase and cytosine deaminase) and temporal specificity is achieved by controlling exposure to bioorthogonal substrates of these enzymes (4-thiouracil and 5-ethynylcytosine). Tagged RNAs can be purified from total RNA extracted from an animal or tissue and used in transcriptome profiling analyses. In addition to identifying cell type-specific mRNA profiles, these techniques are applicable to noncoding RNAs and can be used to measure RNA transcription and decay. Potential applications of TU-tagging and EC-tagging also include fluorescent RNA imaging and selective definition of RNA–protein interactions. TU-tagging and EC-tagging hold great promise for supporting research at the intersection of RNA biology and developmental biology.

      Abstracto

      TU-tagging and EC-tagging allow cell type-specific RNA purification via targeted incorporation of modified nucleotides (orange circles) into nascent RNAs. Tagged RNAs are subsequently purified from a mixture of all RNAs..


      Ver el vídeo: TRANSCRIPCIÓN: de ADN a ARN. Hacks para aprenderlo rápido! (Agosto 2022).